biofilm microbien début
Résumé de l'arrière-plan
Les tissus mous autour des implants dentaires forme une barrière entre l'environnement buccal et l'os péri-implantaire et cruciale facteur de succès à long terme de la thérapie est le développement d'un bon joint de butée /tissus mous. Sol-gel nanoporeuse dérivé TiO
2 revêtements ont été montré pour améliorer la fixation des tissus mous, mais leur effet sur l'adhérence et la formation de biofilm par les bactéries buccales est inconnue.
Méthodes
Nous avons étudié comment les propriétés des surfaces peut être utilisé sur des culées: tourné titane, sol-gel nanoporeux TiO 2 surfaces revêtues et anodisé Ca 2 + surfaces modifiées, affecter la formation de biofilm par deux premiers colonisateurs de la cavité buccale: Streptococcus sanguinis
et Actinomyces
naeslundii. Les bactéries ont été détectées à l'aide de l'ARNr 16S fluorescence in situ
hybridation avec microscopie confocale à balayage laser.: Résultats
interférométrie et microscopie à force atomique a révélé toutes les surfaces à être lisses (S a ≤ 0,22 pm) . L'incubation avec un consortium de S. sanguinis
et A. naeslundii
n'a montré aucune différence d'adhérence entre les surfaces de plus de 2 heures. Au bout de 14 heures, le taux de croissance du biofilm est faible et de plus, aucune différence entre les surfaces ont été observées. Les conclusions de la présence de salive a augmenté le biovolume de biofilm de S. sanguinis
et A. naeslundii
dix fois par rapport à quand la salive était absente et cela était dû à une adhérence accrue plutôt que la croissance du biofilm.
modification de la nano-topographique de surfaces en titane lisse n'a eu aucun effet sur l'adhérence ou la formation de biofilm précoce par S. sanguinis
et A. naeslundii
par rapport aux surfaces tournées ou celles traitées par oxydation anodique en présence de Ca 2+. La présence de la salive a conduit à un nombre significativement plus biovolume biofilm mais aucune différence significative n'a été observée entre les surfaces d'essai. Ces données suggèrent donc que la modification avec sol-gel nanoporeuse dérivé TiO 2, qui a été montré pour améliorer l'ostéointégration et des tissus mous guérison in vivo
, ne provoque pas une plus grande formation de biofilm par les deux espèces commensales orales testées que . les autres surfaces
matériel supplémentaire électronique
La version en ligne de cet article (doi:. 10 1186 /1472-6831-11-8) contient du matériel supplémentaire, qui est disponible pour les utilisateurs autorisés
. Contexte
implants dentaires en titane sont couramment utilisés pour remplacer les dents perdues et beaucoup de travail a été axé sur l'optimisation des propriétés mécaniques des matériaux d'implants physico-chimiques et d'améliorer leur intégration avec l'os hôte et tissus mous. La barrière des tissus mous autour des implants dentaires sert de joint de protection entre l'environnement buccal et de l'os sous-jacents péri-implantaire et un facteur proposé de revêtir une importance pour le succès thérapeutique à long terme de la thérapie de l'implant est le développement d'un bon appui /soft joint -Tissu [1]. Diverses modifications de surface des implants, y compris les micro-topographiques et chimique de la surface des altérations ont été étudiés pour leurs effets sur la cicatrisation des tissus et, plus récemment, l'intérêt a tourné à des modifications au niveau de la résolution nanométrique [2]. Nanofeatured surfaces sont considérées comme celles avec des structures plus petites que 100 nm dans au moins une dimension, et nanofeatures ont été caractérisés sur au moins quatre implants disponibles dans le commerce [3]. Nanoporeuse sol-gel dérivé de TiO 2 revêtements ont été montrés pour améliorer la fixation des tissus mous dans les modèles de rat et le chien [4-6] et une étude expérimentale chez l'être humain a indiqué qu'une proportion significativement plus élevée de la muqueuse buccale a été en contact avec nanoporeux TiO 2 avec une surface que les surfaces non modifiées de surfaces. [7] dans la cavité buccale sont rapidement recouvertes d'une pellicule de protéines et de glycoprotéines provenant de la salive et du fluide gingival, ainsi que les produits sécrétés microbiennes [8] . La composition, ainsi que la configuration et la densité des protéines présentes dans la pellicule, est largement dépendante de la nature physique et chimique de la surface sous-jacente et donc les propriétés de l'adhérence bactérienne de l'influence de la surface si le pelliculaire. De nombreux micro-organismes planctoniques dans la phase seront transportés vers la surface, mais ce sont les propriétés du film de conditionnement en même temps que les propriétés d'adhérence des bactéries qui déterminent les organismes se fixent et initient la formation de biofilm. La formation du biofilm sur les surfaces dentaires est initiée par l'adhésion des premiers colonisateurs, tels que S. sanguinis
et A. naeslundii
[9]. Les premiers colonisateurs favorisent l'adhésion des colonisateurs secondaires par des interactions co-agrégation et microbiens conduisant à la maturation du biofilm [10]. Microbiote des implants en bonne santé est considéré comme similaire à celle observée sur les surfaces dentaires [11, 12] et Streptococcus spp. et Actinomyces naeslundii
ont été identifiés comme premiers colonisateurs sur une gamme de surfaces de matériaux d'implants in vivo
[13]. Comme cela est le cas pour la plaque dentaire, la capacité de croissance et le métabolisme sont les déterminants écologiques de la survie et la persistance des bactéries orales sur des surfaces d'implants dentaires. Multiplication et le métabolisme des micro-organismes adhérant résultats en fin de compte dans le développement d'une communauté microbienne structurellement organisée qui est dans un état d'équilibre avec l'hôte [14]. maladie bucco-dentaire peut se produire lorsque des facteurs environnementaux locaux dans le biofilm conduisent à la sélection et à l'enrichissement des agents pathogènes putatifs appartenant à la flore microbienne résidente initiant ainsi une réaction inflammatoire induisant la résorption osseuse progressive au niveau des implants dentaires [15].
surfaces de butée de titane rugueuse ont été représentés pour augmenter la formation de plaques in vivo
[16]. Toutefois, en comparaison, les surfaces d'appui lisses avec des valeurs de rugosité de surface de & lt; 0,3 μ m ne favorisent pas la formation de biofilm in vivo
dans la même mesure [17]. Lisse, tourné (TU) titane, nanoporeux TiO 2 revêtu (SG) et anodisé Ca 2+ modifié (OC) surfaces ont tous été montré pour être adapté à l'ostéointégration ainsi que la guérison des tissus mous [7, 18, 19]. Dans cette étude, nous montrons qu'il n'y a pas de différences significatives dans la formation de biofilm début de S. sanguinis
et A.
naeslundii, sur ces trois surfaces lisses. Cependant, la présence de la salive a conduit au développement d'un biofilm significativement plus biovolume par ces deux colonisateurs sur toutes les surfaces que lorsque la salive était pas présent.
Méthodes de préparation des surfaces de titane
disques en titane commercialement pur transformé (grade 4), avec un diamètre de 8 mm et un trou central, ont été divisés en quatre groupes. Les disques tournés originaux ont servi de témoins (TU) et les autres groupes ont chacun été modifiés dans l'une des trois façons différentes: le traitement sol-gel pour créer un nanoporeux TiO 2 manteau (SG), traités à la chaleur d'une manière similaire à les disques sol-gel traité (HT) ou oxydés anodiquement et de calcium traités (OC)
Pour le traitement sol-gel (SG), les disques ont été nettoyées dans une solution basique de peroxyde d'hydrogène (H 2 O, 30. % H 2O 2, et 25% de NH 4OH dans le rapport 5: 1: 1) à 85 ° C pendant cinq minutes. Après un rinçage à l'eau distillée, les disques ont été séchés dans un courant de N 2. Le sol a été préparé en solution 1 [10,22 g tétraisopropylorthotitanate (Merck, Hohenbrunn, Allemagne), dissous dans 15 ml d'éthanol] le mélange avec une solution de 2 [15 ml d'éthanol, 170 ul H 2O et 840 ul HNO 3 ]. Après avoir mélangé pendant une heure, 100 ul de PEG 400 (Merck, Hohenbrunn, Allemagne) a été ajouté et la solution a été agitée vigoureusement. Le sol clair a été maintenu à la température ambiante au cours du vieillissement et le processus de revêtement par immersion. Le revêtement par immersion a été effectuée avec l'aide d'un étage moteur pas à pas commandé par ordinateur avec une vitesse d'immersion de 30 mm /min, et les disques sont frittées dans un four à 500 ° C (air) pendant 30 minutes. Après avoir chauffé les disques ont été nettoyés par ultrasons dans l'éthanol pendant quatre minutes et enfin séchés dans un courant de N 2. Les surfaces traitées à la chaleur (HT) qui ont servi de contrôles pour les surfaces SG ont été frittées à 500 ° C (air) comme décrit ci-dessus. Le anodiquement oxydé et de calcium incorporé (OC) surfaces ont été préparées par oxydation anodique d'un électrolyte constitué par glycérophosphate de sodium hydraté (C 3 H 6 (OH) 2PO 4Na 2 × H 2O) et l'acétate de calcium (Ca (CH 3COO) 2) [20, 21].
Caractérisation des surfaces de titane
pour enquêter sur la rugosité de surface au niveau du micromètre, trois disques de chaque surface ont été étudiés sur dix sites en utilisant un interféromètre optique (MicroXamTM, PhaseShift, Tucson, Etats-Unis). Chaque mesure a été effectuée sur une zone de 200 × 260 um. Un filtre gaussien passe-haut (50 x 50 um) a été utilisé pour la rugosité séparée des erreurs de forme et ondulation [22]. L'évaluation a été réalisée avec le logiciel Surfascan et les images ont été produites en utilisant SPIP ™ (Scanning Probe Image Processor, Image Métrologie, Danemark). Trois paramètres en trois dimensions différentes ont été utilisées pour caractériser la surface: écart moyen de la hauteur [S a (um)], un paramètre spatial - densité des sommets [S ds (1 /um 2)] et un paramètre hybride incluant la variation de hauteur et de direction spatiale [S dr (%)].
La topographie des surfaces modèle de silice, revêtu par immersion comme pour les surfaces de SG, a été caractérisée par microscopie à force atomique (AFM 3100 , Nanoscope III, Instruments digital). Pour caractériser la topographie sur le niveau de résolution nanométrique, le paramètre de surface à deux dimensions, l'écart de hauteur moyenne [R a (nm)] a été appliqué. Epaisseur du revêtement de SG a été mesurée avec ellipsométrie nulle à λ = 632 nm (Auto-El-III, Rudolph Research, USA). L'indice de réfraction présumé de TiO 2 dans la structure cristalline de Anastase était n = 2.49.
Souches bactériennes et culture
Pour les essais de biofilm la souche de type oral Streptococcus sanguinis
ATCC 10556 et Actinomyces naeslundii
isolé à partir de la plaque dentaire [23] ont été utilisés. Toutes les souches ont été maintenues en routine sur gélose au sang ou dans du bouillon de Todd-Hewitt (TH) à 37 ° C dans 5% de CO 2.
Essai pour l'adhérence et la formation de biofilm précoce
immédiatement avant l'inoculation bactérienne, les disques ont été nettoyés dans un bain à ultrasons avec Extran MA01 ® (Merck, Darmstadt, Allemagne) dilué 1:40 dans de l'eau distillée, traitée avec de l'éthanol, et placé dans le polystyrène à 6 puits plaques de titrage (à fond plat) (multipuits ™, Becton Dickinson, Franklin Lakes, NJ, USA). cultures de bouillon nuit ont été diluées à 1:50 dans, préchauffée bouillon Todd Hewitt frais à 37 ° C dans 5% de CO 2 et cultivées à la mi-exponentielles phase de croissance (DO 600 nm≈0.6). Les cultures ont ensuite été diluées pour donner des concentrations finales d'environ 1 x 10 8 cellules /ml pour S. sanguinis
et 1 × 10 7 cellules /ml pour A. naeslundii
. 1,5 ml de S. sanguinis
et 4,5 ml des suspensions de A. naeslundii ont ensuite été inoculées dans les puits. La plaque de microtitrage a été scellé avec une bande de paraffine et mis à incuber à 37 ° C sur un agitateur rotatif à 300 tours par minute dans 5% de CO 2. Après une incubation pendant 2 à 14 h, les surfaces ont été rincées trois fois avec du tampon phosphate de potassium 10 mM, pH 7,5 (PBS) pour éliminer les cellules liées de manière lâche. Les bactéries adhérentes ont été fixées dans du paraformaldehyde à 4% pour l'hybridation de l'ARNr 16S. Toutes les expériences de biofilm ont été effectuées en utilisant des cultures bactériennes indépendantes trois fois pour chaque type de surface.
Pour les expériences de salive, toute la salive non stimulée a été recueillie à partir d'un volontaire sain avec une bonne santé bucco-dentaire, centrifugé pendant 10 minutes pour sédimenter mucines et les bactéries, et le surnageant stérilisé par filtration (taille de pores 0,22 um). Des aliquotes de suspension bactérienne (1,5 ml de S. sanguinis
et 4,5 ml de
A. naeslundii) ont été centrifugées et le culot est remis en suspension dans 6 ml de salive stérile. Les suspensions bactériennes (contenant 10 7 colonies formant des unités par ml, comme indiqué par culture) ont ensuite été ajoutés aux puits. Les plaques ont été agitées doucement pendant 14 heures à 37 ° C dans une atmosphère de 5% de CO 2. Après ce temps, les surfaces sont rincées trois fois avec 3 ml de PBS, fixées avec du paraformaldehyde à 4% et on fait incuber pendant une nuit à 4 ° C.
ARNr 16S FISH et la microscopie confocale à balayage laser
bactéries fixées sur les disques ont été lavés à froid , PBS stérile et soumis à la perméabilisation de la membrane cellulaire avec 100 lysozyme ul (Sigma, St Louis, MO, USA) [(70 U ul -1) dans 100 mM de Tris-HCl, pH 7,5 (Sigma, St Louis, MO , USA) contenant 5 mM d'EDTA (Merck, Damstadt, Allemagne)] pendant 9 minutes à 37 ° C. Après rinçage à l'eau ultra-pure, les bactéries ont été déshydratés par une série de lavages à l'éthanol. Tampon d'hybridation [0,9 M de NaCl, 20 mM de tampon Tris-HCl, pH 7,5, avec 0,01% de dodécylsulfate de sodium (SDS) et 25% de formamide] contenant 20 ng de sonde oligonucléotidique marquée ml -1 a été introduit à la pipette sur les disques de titane . Le cocktail de la sonde est composée de la sonde STR493 streptococcique (5'-GTTAGCCGTCCCTTTCTGG-3 ') [24], marqué par fluorescence verte avec ATTO-488 afin d'évaluer la quantité de S. sanguinis
, et un ATTO-565 sonde rouge marqué EUB338 (5'-GCTGCCTCCCGTAGGAGT-3 ') [25] pour évaluer le volume de biofilm totale. L'hybridation a été effectuée à 47 ° C dans une chambre humide pendant 90 minutes. Les surfaces ont été lavées trois fois avec 20 mM de Tris-HCl (pH 7,5) contenant 5 mM d'EDTA et 0,01% de dodécylsulfate de sodium et deux fois avec du NaCl, pendant 30 à 15 minutes 159, à 47 ° C sous agitation douce. Enfin, les surfaces de titane ont été lavées avec de l'eau ultra-pure glacée, montées et collées sur des lames de verre pour une analyse par microscopie confocale à balayage inversé laser (CSLM) (Eclipse TE2000, Nikon Corporation, Tokyo, Japon). la fluorescence verte a été fournie par un groupe Ar laser (488 nm excitation laser) et la fluorescence rouge a été donnée par un laser HeNe G (543 nm excitation laser). images CLSM ont été acquises avec un objectif à immersion d'huile (× 60). Chaque pile avait une zone de champ de couverture du substrat de 215 × 215 um, et le z-étape a été de 2 pm. Les images ont été obtenues à partir de 15 sites choisis au hasard par disque.
Analyse d'image
Les piles d'images ont été converties en format TIFF et analysées en utilisant le logiciel bioImage_L [26] pour calculer les paramètres structurels du biofilm. S. sanguinis
prend à la fois la EUB338 universelle de la sonde (rouge) (Figure 1a) et la sonde de streptococcus spécifique STR493 (vert) (figure 1b) et dans les images présentées ces cellules apparaissent en jaune en raison de la co-localisation des sondes (figure 1c). A. naeslundii
, qui prend seule la sonde EUB338, apparaît en rouge (Figure 1c). Étant donné que le logiciel utilisé n'a pas pu identifier les cellules jaunes, la biovolume de S. sanguinis
a été quantifiée en utilisant le nombre de cellules vertes. Le biovolume de biofilm de A. naeslundii
a ensuite été calculée indirectement en soustrayant le S. sanguinis
(vert) biofilm biovolume du total. La figure 1 ARNr 16S fluorescence dans les images d'hybridation in situ de S. sanguinis et A. naeslundii dans les biofilms mono- et bi-espèces. images CSLM montrant biofilms dual-espèces de S. sanguinis
et A. naeslundii
(a) tachées du EUB338 ARNr 16S sonde FISH rouge, (b) colorées avec la sonde verte FISH STR493 ARNr 16S ou (c) colorées avec les deux sondes. La barre indique 4 pm
analyse statistique
Le test de Mann-Whitney U non paramétrique a été utilisé pour analyser les différences de biofilm biovolume entre les surfaces d'essai et de contrôle et les valeurs p & lt. 0,05 étaient considérées comme significatives.
Résultats et discussion de la caractérisation des surfaces de titane
Caractérisation de l'orientation de la surface par interférométrie a révélé que le nano-poreux (SG) de surface ainsi que le traité thermiquement (HT) et anodique oxydé Ca 2 + (OC) sont constituées en surfaces isotrope tandis que la surface tournée (TU) est anisotrope (avec orientée topographie de surface) (figure 2, colonne de gauche). Les mesures des paramètres de surface (Figure 2, colonne de droite), a révélé que la surface nanoporeuse (SG) ont un écart moyen de la hauteur de la surface (S a) de 0,16 ± 0,04 pm tandis que la surface développée [27] et la densité du sommet ( S ds) était de 3 ± 1% et 0,13 ± 0,005 sommets /um respectivement 2. Cette topographie était similaire à celle du témoin traité à la chaleur (HT) (S a 0,16 ± 0,02 pm, S dr 3 ± 1%, S ds 0,12 ± 0,007 sommets /um 2) et la tournée (TU) (S a 0,18 ± 0,02 pm, S dr 4 ± 1%, S ds 0,13 ± 0,022 sommets /um 2) surfaces. Cependant, la anodique oxydé Ca 2 + intégré (OC) surface avait des valeurs plus élevées pour écart de taille moyenne (0,22 ± 0,01 um), le rapport de surface développée (15 ± 2%), et la densité de sommet (0,23 ± 0,003 sommets /um 2). Ainsi, la surface de OC avait un peu plus structures microtopographical que les autres surfaces étudiées et avait une plus grande surface risque d'interactions bactériennes. Cependant, en dépit des différences au niveau microscopique de la rugosité entre le TU, SG et HT d'une part et la surface d'OC sur l'autre, tous ont été classés comme lisse (ie
S a & lt;. 0,5 μ m) [28]. Figure 2 images interférométrie surface et les caractéristiques des surfaces de titane lisses. Images de interférométrie ont été produites avec SPIP ™. L'écart de taille moyenne (Sa), la densité des sommets (SDS) et l'élargissement de la surface (Sdr) sont indiquées pour les différentes surfaces; SG (enduit sol-gel dérivé TiO2 nanoporeux), HT (traité thermiquement), TU (tourné) et OC (anodiquement oxydé Ca2 + incorporé) surfaces.
Atomique surface microscopie à force imagerie de sol-gel nanoporeuse dérivé TiO 2 surfaces ont montré que les particules ont été bien réparties et organisées (Figure 3). Le revêtement conduit à la formation de nanostructures de quelques nanomètres à 100 nm avec R a 1,58 nm. L'épaisseur du TiO nanoporeux 2 de revêtement était de 90 ± 10 nm, telle que mesurée par ellipsométrie. Figure 3: Caractérisation de la surface revêtue de TiO 2 nanoporeux en utilisant la microscopie à force atomique. Une image représentative de l'AFM de la surface de TiO2 revêtu nanoporeux. Propriétés Remarque les nanofeatures homogènes et uniformément répartis. De surfaces lisses n'influencent l'adhérence et la formation de biofilm précoce par S. sanguinis et A. naeslundii
L'objectif principal de la présente étude était d'étudier l'adhésion microbienne à nanoporeux TiO < sub> 2 (SG) surfaces et comparer avec d'autres surfaces de titane lisses utilisés pour piliers implantaires. Le modèle utilisé est compatible avec CLSM puisque les disques peuvent être montés sur verre-diapositives et visualisés directement dans le microscope. La quantité de bactéries sur les surfaces après 2 heures d'incubation a été considérée comme représentant le niveau d'adhésion des bactéries à la surface. Après 2 heures, A.
naeslundii et S. sanguinis
étaient présents sur toutes les surfaces que des grappes peu distribués cellulaires (Figure 3b - panneau supérieur). Biovolume de biofilm sur la surface SG est similaire à celle du contrôle HT et la surface TU. cependant, la surface du CO, a montré un niveau légèrement plus élevé d'adhérence, mais cela n'a pas été significativement différente de celle des autres surfaces (p = 0,05) (figure 4a). Ainsi, il apparaît que le niveau plus élevé de rugosité micrométrique vu pour la surface de OC n'a pas été suffisante pour protéger les bactéries des forces d'enlèvement. Des résultats similaires ont été obtenus dans un vivo
étude où les surfaces avec un S a = 0,21 um a montré quelque peu des niveaux plus élevés de l'adhésion des micro-organismes que ceux avec un S a dans l'intervalle 0,05 à 0,13 um [29] et une rugosité moyenne en hauteur (R a) de 0,2 pm a été proposée comme un seuil pour l'adhésion bactérienne significative [17]. La proportion de A.
naeslundii était supérieure à celle de S. sanguinis
sur toutes les surfaces (environ 85% de la biovolume de biofilm) suggérant que, dans ces conditions, A.
naeslundii était mieux en mesure d'adhérer que S. sanguinis
. Figure 4 biofilm formation par S. sanguinis et A. naeslundii sur 2 et 14 heures sur les surfaces de titane lisses. (A) Graphiques illustrant la moyenne ± écart type de volume d'un biofilm généré à partir de trois séries d'expériences indépendantes. SG (enduit sol-gel dérivé TiO2 nanoporeux), HT (traité thermiquement), TU (tourné) et OC (anodiquement oxydé et Ca2 + incorporé). Aucune différence significative n'a été observée entre les surfaces à chaque point de temps. (B) des images représentatives de CSLM de 2 et 14 heures biofilms visualisées avec ARNr 16S FISH en utilisant des sondes d'oligonucléotides ciblant S. sanguinis
(STR493 - vert) et toutes les bactéries (EUB338 - rouge). Étant donné que le EUB338 rouge et la sonde STR493 verte ont été repris par S. sanguinis
, les cellules apparaissent en jaune alors que A. naeslundii
qui intègre uniquement la sonde EUB338 apparaît en rouge. Les barres d'échelle représentent 10 um.
Après 14 heures en présence de milieu de croissance TH, les bactéries adhérentes ont commencé à se diviser et à se développer et les niveaux de couverture microbienne sont donc considérés comme reflétant les premières étapes de la formation de biofilm. Cependant, les niveaux de croissance observés ici entre deux et 14 heures ont été faibles, ce qui peut refléter le fait que le contact avec une surface, les bactéries planctoniques subissent une transition de croissance exponentielle à un rythme beaucoup plus lent de croissance [30]. Aucune différence dans les niveaux de couverture entre les différentes surfaces ont pu être observées (figure 4b, panneau inférieur). En accord avec ces observations, aucune différence dans le biovolume biofilm global entre les quatre surfaces ont été détectées. La proportion relative de S. sanguinis
avait augmenté à 31%, bien que les niveaux étaient encore inférieurs à ceux de A. naeslundii
(69%). Ainsi, bien que les niveaux initiaux d'adhésion ont été légèrement supérieures à la surface de OC, peut-être en raison de la plus grande surface, cela n'a pas été soutenu comme biofilm a commencé à se développer.
Saliva améliore l'adhérence de S. sanguinis et A. naeslundii dans biofilms dual-espèces
pour étudier si la salive affectée surface d'adhérence, S. sanguinis
et A. naeslundii
ont été suspendues dans la salive stérile avant l'exposition aux surfaces. Cette augmentation de l'adhésion des deux espèces sur toutes les surfaces après 2 heures (figure 5b, panneau supérieur). Les bactéries sont présents sous forme de grappes, probablement due à l'agrégation des cellules couvertes par des protéines salivaires. L'augmentation était jusqu'à 11 fois (figure 5a) par rapport à l'absence de salive (figure 4a), ce qui suggère que la salive a promu l'adhérence de ces deux espèces. En revanche, dans des études antérieures de pré-revêtement de surfaces en titane avec la pellicule salivaire expérimental a été montré à ne pas affecter l'adhérence de A. naeslundii
[31]. Cette différence peut être attribuée au fait que, dans l'étude de Lima et al
. 2008, les bactéries ont été mis en suspension dans un bouillon nutritif plutôt que de la salive. La figure 5 la formation de biofilm par S. sanguinis et A. naeslundii, en présence de salive pendant 2 et 14 heures sur les surfaces de titane lisse. (A) Graphiques illustrant la moyenne ± écart type de volume d'un biofilm généré à partir de trois séries d'expériences indépendantes. SG (enduit sol-gel dérivé TiO2 nanoporeux), HT (traité thermiquement), TU (tourné) et OC (anodiquement oxydé et Ca2 + incorporé). Aucune différence significative n'a été observée entre les surfaces à chaque point de temps. (B) des images représentatives de CSLM de deux et 14 heures biofilms visualisées avec ARNr 16S FISH en utilisant des sondes d'oligonucléotides ciblant Streptococcus sanguinis
(STR493 - vert) et toutes les bactéries (EUB338 - rouge). Étant donné que le EUB338 rouge et la sonde STR493 verte ont été repris par S. sanguinis
, les cellules apparaissent en jaune alors que A. naeslundii
qui intègre uniquement la sonde EUB338 apparaît en rouge. Les barres d'échelle représentent 25 nm. Au bout de 14 heures Le plus aucun changement majeur a été observée dans le biovolume de biofilm qui indique qu'aucune croissance n'a eu lieu en présence de salive. Cependant, ces données sont susceptibles de sous-estimer la formation de biofilm et la croissance in vivo
depuis dans les biofilms sur dentaires surfaces d'implants recrutement d'un éventail d'autres espèces bactériennes permettrait une action concertée de dégrader les glycoprotéines salivaires et donc fournir des nutriments pour la croissance [32] . Les différentes surfaces ont montré aucune différence dans biovolume biofilm totale (p & lt; 0,05). Et la proportion des espèces bactériennes était similaire dans les deux 2 et 14 heures, avec A. naeslundii
constituant environ 80% de la biovolume
le modèle utilisé ici a permis aux différentes surfaces à tester en présence de salive. L'utilisation de l'ARNr 16S FISH permet la détection de variations interspécifiques l'adhérence et la croissance ainsi que les relations spatiales entre les bactéries sur différentes surfaces. En outre, le rinçage extensif lors de la procédure FISH ARNr 16S assure que les bactéries adhèrent véritablement sont présents sur la surface lors de la quantification. Un inconvénient de ce modèle est que la secouant doucement utilisé ici peut ne pas refléter exactement les forces de cisaillement présentes à une surface exposée dans la cavité buccale. Toutefois, cela pourrait être surmonté grâce à l'utilisation d'un modèle d'écoulement chambre [33].
Conclusions
modification Nano-topographique de surfaces de titane lisses ne causent pas de manière significative une plus grande adhérence et la formation de biofilm par S. sanguinis
et A. naeslundii in vitro
que a été trouvé sur des surfaces tournées ou celles traitées avec Ca 2 + incorporation lors de l'oxydation anodique. En présence de salive, l'adhérence a augmenté de plus de dix fois par rapport à l'absence de salive et aucune différence n'a été observée entre les surfaces. Ces données suggèrent que la modification de sol-gel dérivé nanoporeux TiO 2, ce qui a été montré pour améliorer la cicatrisation des tissus mous
in vivo, ne conduit pas à une plus grande adhérence et la formation de biofilm initiale par les deux espèces commensales testées que les autres surfaces. Cependant, il ne peut être exclu que, sur une période plus longue en présence d'autres espèces bactériennes, de plus grandes différences dans la formation de biofilm sur les différentes surfaces peuvent être vus
Liste des abréviations
CLSM:.
confocal à balayage laser micrscopy
PBS:
10 mM de tampon phosphate de potassium, pH 7,5
FISH:
fluorescence in situ
hybridation
TU:
tourné surfaces
OC: Ca 2 + intégré surfaces
anodiquement oxydées
SG:
sol-gel nanoporeuse dérivé TiO 2 surfaces revêtues
HT:
surfaces traitées à la chaleur.
Déclarations Remerciements
Cette étude a été soutenue par la Société suédoise dentaire, la Fondation Hjalmar Svensson Research, le Conseil suédois de la recherche (AW), et la Fondation Connaissance, Suède.
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les auteurs déclarent qu'ils ont aucun conflit d'intérêts. les contributions
auteurs
VF ont participé à la planification de l'étude, réalisée la plupart des travaux de laboratoire, et ont participé à l'analyse des données et la rédaction du manuscrit. PL a préparé les surfaces sol-gel dérivés et a participé à la rédaction du manuscrit. AW a participé à la planification de l'étude et la rédaction du manuscrit. LCP a participé à la conception expérimentale et la rédaction du manuscrit. GS a participé à la conception de l'étude, l'analyse des données et la rédaction du manuscrit. JRD a participé à l'analyse des données et la rédaction du manuscrit. Tous les auteurs ont lu et approuvé le manuscrit final.
