Background
Abstract Pour étudier la composition microbienne des biofilms dans les tissus péri-implantaires et parodontaux enflammés dans le même sujet, en utilisant 16S ARNr séquençage.
Méthodes
supra- et muqueux, et des échantillons de plaque supra- et sous-gingivales ont été collectées à partir de 7 sujets souffrant de péri-implantaire malades tissus parodontaux et. L'ADN bactérien a été isolé et les gènes ARNr 16S ont été amplifiés, séquencés et alignés pour l'identification des genres bactériens.: Résultats
43734 séquences chimera appauvri, débruitée ont été identifiés, ce qui correspond à 1 phylum, 8 classes, 10 commandes, 44 familles et 150 genres. Les familles les plus abondantes ou genres trouvés dans supramucosal ou de la plaque supragingival étaient Streptoccocaceae, Rothia
et Porphyromonas.
En plaque muqueux, la famille la plus abondante ou genres trouvés étaient Rothia, Streptococcaceae
et Porphyromonas
sur les implants . Les bactéries sous-gingivales les plus abondantes sur les dents étaient Prevotella, Streptococcaceae,
et TG5.
Le nombre de séquences trouvées pour les genres Tannerella
et Aggregatibacter
sur les implants différaient significativement entre les emplacements supra- et muqueux avant plusieurs essai. Les analyses ont démontré aucune différence significative entre microbiomes sur les implants et les dents dans les biofilms supra- ou muqueux et supranationales ou sous-gingivales.
Conclusion
tissus péri-implantaires et parodontaux malades dans les genres de bactéries du même sujet partager et basé sur la analyse des taxons sur une compositions de biofilm au niveau du genre ne peut pas expliquer les pathologies potentiellement distinctes à des implants ou des dents. tissus parodontaux tissus
Mots-clés
profonde séquençage 16S ARNr séquençage Diseased péri-implantaires malades plaque supragingival Subgingival plaque biofilm microbiologie Jörg Eberhard et Meike Stiesch ont contribué également à ce travail
matériel supplémentaire électronique
La version en ligne de cet article. (doi:. 10 1186 /1472-6831-14-157) contient du matériel supplémentaire, qui est disponible à les utilisateurs autorisés.
de fond
implants dentaires sont couramment utilisés pour remplacer les dents manquantes chez les patients partiellement édentés ou édentés. Inflammation des tissus mous et durs péri-implantaire est l'événement indésirable le plus fréquent et peut compromettre la stabilité à long terme des implants ostéo-intégrés. Alors que péri-implantaire affectes mucite seulement les tissus mous, péri-implantite implique également l'os de soutien. La prévalence de la péri-implantite pendant 5-10 ans après ostéointégration réussie semble être de l'ordre de 10% des implants et 20% des patients [1].
Facteurs de risque reconnus pour les péri-implantaire maladies liées sont une mauvaise hygiène buccale , une histoire de la parodontite et le tabagisme cigarette [2]. Les biofilms ont été décrites en détail en utilisant des techniques d'hybridation dans les zones péri-implantite [3-6] et, récemment, par des techniques de séquençage à haut débit dans les implants défaillants [7-9]. biofilms sus- et sous-muqueux sur des implants chez les sujets individuels ont pas été décrites en utilisant des techniques de séquençage à haut débit, bien qu'il ait été démontré que la composition de biofims supragingivales affecte de manière significative la formation de biofilm sous-gingival [10 à 12]. En conséquence, les biofilms supramucosal peuvent également déterminer la composition de la microflore muqueux. Les propriétés de surface divers (de composition chimique, de la rugosité de surface, énergie libre de surface) et l'architecture des tissus au niveau des implants et des dents peuvent affecter l'adhérence bactérienne et la croissance des biofilms ainsi [13] et peuvent expliquer les différences proposées en réponse inflammatoire à des implants et des dents [ ,,,0],14].
Par conséquent, le but de l'étude suivante a été de caractériser davantage la composition microbienne des supra- et muqueux, repectively plaques supra- et sous-gingivales à des implants et des dents malades.
Méthodes
Sujet sélection
les sujets inclus dans l'étude avaient au moins ≥30% des sites avec PD ≥4 mm et évidente perte osseuse radiographique. Tous les patients étaient partiellement édenté (pas moins de 8 dents), avec au moins 1 fonctionnement implant oral restauré avec des couronnes ou des prothèses. Les critères d'inclusion étaient les suivants: (A) d'un implant et les dents présentant des signes d'inflammation active (tissu avec des signes manifestes d'inflammation (rougeur et gonflement), des saignements au sondage (BOP) et de la profondeur de poche (PD) ≥ 4 mm dans au moins un site et la preuve de la radiographie de la perte osseuse), (B) des implants doit fonctionner pendant au moins 1 an. Les critères d'exclusion étaient les suivants: (A) tout traitement péri-implantaire ou parodontale 6 mois avant l'échantillonnage. (B) les maladies systémiques telles que le diabète sucré, (C) le tabagisme, (D) de médicament antibiotique ou immunosuppresseur dans les 3 mois précédents.
Une histoire médicale complète a été enregistrée, suivie d'un examen clinique et radiographique. Le consentement éclairé a été obtenu et l'étude a été approuvée par le comité d'éthique local de l'école de médecine de Hanovre (. pas de 4348).
examen clinique Deux dentistes expérimentés ont examiné tous les sujets. Profondeur de la poche a été mesurée en utilisant une pression calibrée sonde parodontale (Hawe Cliquez-Probe, Kerr Hawe SA, Bioggio, Suisse). profondeur Probing a été mesurée au millimètre près sur l'échelle. Saignement au sondage a été évaluée après sondage en utilisant une mesure dichotomique. Toutes les mesures ont été effectuées sur les 4 sites de tous les implants et les dents. Les dépôts de plaque ont été enregistrés (présence /absence) sans coloration, en utilisant une version modifiée Approximal indice de plaque (API) [15] prélèvement d'échantillons de
. Dans chaque sujet, l'implant et la dent avec les profondeurs les plus profondes ont été choisies pour la plaque collection. Après l'isolement de la zone d'échantillonnage avec des rouleaux de coton et séchage doux avec une seringue à air, 2 points de papier endodontie stériles (Points papier absorbant, VDW GmbH, Munich, Allemagne) ont été utilisés supramucosally ou supragingival pour recueillir les biofilms. Par la suite, les supramucosal et supragingivales plaques résiduelles ont été complètement enlevés avec un grattoir dentaire. Deux points de papier stériles ont ensuite été placées sous-muqueuse ou sous-gingivale. Les échantillons ont été rassemblées séparément pour chaque implant, la dent et l'emplacement et ont été placés dans des cryotubes de 2 ml (Eppendorf, Hambourg, Allemagne) et immédiatement congelés à -80 ° C avant le traitement.
Extraction d'ADN et le séquençage
isolement de l'ADN
points de papier utilisé pour l'échantillonnage ont été traités avec une solution de lysozyme à 360 pi pendant 30 min à 37 ° C (20 mg /ml de lysozyme mM, Tris-HCl 20, 2 mM d'EDTA, 1,2% Triton X-100, pH 8,00), suivie par la proteinase K digestion pendant 30 min à 56 ° C dans 400 ul de tampon AL (Qiagen, Hilden, Allemagne). Les enzymes ont été inactivées par chauffage à 95 ° C pendant 15 min. Stériles perles de verre de 0,5 mm (Roth, Karlsruhe, Allemagne) ont été ajoutés et les cellules bactériennes ont été perturbées par une agitation vigoureuse (6500 rpm, 3 x 20s, 15s pause) avec un broyeur Precellys 24 talon (Bertin Technologies, Montigny-le-Bretonneux, France ). Par la suite, on a purifié l'ADN total avec le kit QIAamp DNA Mini (Qiagen, Hilden, Allemagne) selon le protocole du fabricant pour les bactéries gram-positives (QIAamp® DNA Mini et Manuel Sang, troisième édition, Annexe D).
16S ADNr amplification et préparation des échantillons
de chaque échantillon, un fragment d'environ 550 pb du gène de l'ARNr 16S a été amplifié en utilisant les amorces large gamme 27f (5'-3 'AGAGTTTGATCMTGGCTCAG-) et 521r (5'-ACCGCGGCTGCTGGCAC-3'; tant Eurogentec, Seraing, Belgique). Les amorces ciblées de séquences d'ADN conservées flanquant les régions hypervariables V1 et V3 dans le gène de l'ARNr 16S. La PCR a été réalisée sur un thermocycleur TProfessional (Biometra, Göttingen, Allemagne) dans un volume réactionnel total de 50 ul. Le mélange de PCR contenait approximativement 20 ng d'ADN matrice, 200 nM de chaque amorce, 1 x tampon de PCR (incluant du chlorure de magnésium 1,5 mM; Qiagen, Hilden, Allemagne), 1.5U HotStar Taq polymerase (Qiagen, Hilden, Allemagne), 200 mM de chaque dNTP (Roth, Karlsruhe, Allemagne) et de l'eau de qualité PCR (Roche, Penzberg, Allemagne). Les conditions de PCR étaient les suivantes: dénaturation initiale à 95 ° C pendant 15 min; 32 cycles d'amplification de dénaturation à 94 ° C pendant 1 min, un annelage à 52 ° C pendant 40s, l'allongement à 72 ° C pendant 1 min; extension finale à 72 ° C pendant 10 min. Les réactions de PCR ont été séparés sur un gel d'agarose à 1,0% (Agarose MP; AppliChem, Darmstadt, Allemagne) et purifiés en utilisant le kit d'extraction de gel QIAquick (Qiagen, Hilden, Allemagne). Les amplicons purifiés de chaque échantillon ont été utilisés comme matrice pour une deuxième étape de PCR avec l'amorce 27f-Adab (5'-CCTATCCCCTGTGTGCCTTGGCAGTCTCAGAGAGTTTGATCMTGGCTCAG-3 ') et un individu amorce inverse 521r-MID_X (5'-CCATCTCATCCCTGCGTGTCTCCGACTCAGXXXXXXXXXXXACCGCGGCTGCTGGCAC-3'; XXXXXXXXXXX = uniques MID-tag) contenant une séquence de code à barres unique Multiplex identificateur (MID). chimie d'amplification est le même que celui décrit ci-dessus, toutefois, 100 ng d'ADN matrice ont été utilisés pour la réaction, la température de recuit a été élevée à 67 ° C et le nombre de cycles a été réduit à 15. PCR des produits de réaction ont été purifiés par électrophorèse sur gel d'agarose et extrait comme décrit précédemment. Les concentrations d'ADN ont été déterminées à l'aide du Quantification Kit AccuBlue ™ Haute sensibilité dsDNA (Biotium, Hayward, États-Unis) en combinaison avec un lecteur de fluorescence BioTekSynergy II (BioTek, Bad Friedrichshall, Allemagne). Par la suite, les échantillons ont été mélangés dans un rapport équimolaire et traitées conformément aux instructions du fabricant du kit de préparation de titane bibliothèque (Roche, Penzberg, Allemagne). Pyroséquençage a été effectuée sur un séquenceur GS FLX (Roche, Penzberg, Allemagne).
Le traitement de la séquence de Bioinformatique
Qiime version du logiciel 1.6 [16] a été utilisé pour le prétraitement, l'identification des unités taxonomiques opérationnelles (OTU), l'affectation taxonomique et les comparaisons de la structure des communautés. Dans l'étape de prétraitement, tous les 454-lecture a été enlevé si (a) le nombre de paires de bases était & lt; 200 ou & gt; 550, (b) le score de qualité est & lt; 25, (c) le nombre de bases ambiguës était & gt; 6, (d) il y avait un décalage primaire, (e) le nombre d'erreurs dans les codes à barres étaient & gt; 1,5, ou (f) une course homopolymère a & gt; 6. En plus de ces étapes de filtrage de la qualité, une étape de réduction du bruit des séquences a été réalisée [17] avec le "denoise_wrapper" dans -script qiime. séquences chimériques ont été éliminés en utilisant ChimeraSlayer avec les paramètres par défaut après qiime OTU-picking et l'affectation taxonomique.
assignation OTU et la classification taxonomique
Les séquences ont été assignés à OTU avec la méthode uclust en qiime avec un seuil de similarité de 0,97, ce qui correspond au niveau du genre OTU. Pour l'affectation taxonomique suivante, nous avons utilisé la méthode de l'explosion dans qiime avec les greengenes 12_10 libération avec 97% OTU comme base de données de référence. En outre, les genres ont été classés en fonction de leur coloration de Gram basée sur le Manuel de Bergey de bactériologie systématique
. Analyses statistiques The OTU-table créée par qiime après débruitage et la vérification a été chimera importés dans le langage de programmation statistique R [18] en utilisant le Bioconductor [19] package phyloseq [20]. Les analyses graphiques suivantes ont également été effectuées en utilisant le package phyloseq et ont été créés pour (a) l'ensemble des données, (b) le sous-ensemble de l'implant et (c) le sous-ensemble de la dent. Le rang taxonomique utilisé pour les analyses suivantes était le niveau du genre. Tout d'abord, les cartes de chaleur pour les 50 bactéries les plus abondantes ont été créés. Deuxièmement, Coordonnée principal Analyses (PCOA) des distances UNIFAC ont été calculées et tracées. L'analyse statistique déductive a été calculé avec le package Bioconductor Edger [21]. Par conséquent log Fold-Les changements et les valeurs de p multiplicité ajustée correspondantes ont été estimées à partir de modèles linéaires généralisés séparés pour chaque genre avec le patient comme covariable et compte tenu du caractère de conception par paires. La biodiversité a été calculée en utilisant l'indice de Shannon-diversité [22]. Résultats de
données cliniques Sept sujets (2 hommes, 5 femmes, âge moyen 60,1 ± 9,8 ans) étaient admissibles à l'étude entre Août et Octobre 2010 à Hannover Medical School, Département de dentisterie prothétique et Biomedical Materials science. Les données individuelles et pleine bouche scorings de tous les patients sont résumées dans le tableau 1. Tous les implants étudiés avaient été fonctionnement pour une moyenne de 11,6 ± 5,5 ans. Les signes cliniques de l'inflammation étaient apparents au niveau des implants étudiés (PD 4,9 ± 1,2 mm, BOP 39,9 ± 34,9%) et les dents (PD 4,1 ± 1,2 mm, BOP 35,7 ± 31,8%). Les différences entre les enregistrements cliniques à des implants et des dents ne sont pas significatifs de la population de l'étude de (Tableau 1) .Table 1 Sujet caractéristiques
Nombre de patients
7
Sexe (homme /femme)
2/5
âge (années)
60,1 ± 9,8
longévité Implant (années)
11,6 ± 5,6
Nombre d'implants par patient (n)
4,7 ± 3,6
Nombre de dents restantes par patient (n)
16,7 ± 7,3
pleine bouche scores
Plaque index, API ( %)
61,3 ± 28,8
BOP (%)
22,1 ± 16,2
Nombre de parodontite dents touchées par patient ( %)
68,1 ± 15,5
scores sur les sites échantillonnés
Implants
Plaque index (%)
35,7 ± 37,8
BOP (%)
39,3 ± 34,9
PD (mm)
5,0 ± 1,3
dents
index Plaque (en%)
28,6 ± 39,3
BOP (%)
35,7 ± 31,8
PD (mm)
4.1 ± 1.3
données sont présentées sous les moyens et les écarts-types
API, Approximal Index Plaque.; BOP, saignement au sondage; PD, profondeurs de sondage.
Supra- et microbiomes subgingivaux
28 supra- et des échantillons subgingivaux à partir de 7 patients ont été analysés et a donné un total de 43734 séquences chimera appauvri, débruitée représentant 1 phylum, 8 classes, 10 commandes, 44 familles et 150 genres (fichier supplémentaire 1). Sur implants, ces séquences représentent les familles Porphyromonadaceae, Lachnospiraceae, Streptococcaceae
et genres Rothia, Actinomyces, Paenibacillus, Microbacterium, Pseudoramibacter, Leptotrichia, Parascardovia, Tannerella, Granulicatella, Tessaracoccus, Clostridium, Aeromonadales, Veillonella, Capnocytophaga, Prevotella, TG5, Fusobacterium, Exiguobacterium, Enterococcus, Porphyromonas, Streptococcus
à des implants. Sur
dents, les séquences représentées les familles Coriobacteriaceae, Rs-045, Veillonellaceae, Neisseriaceae
, et les genres Mogibacterium, Porphyromonas, Tannerella, Aggregatibacter, Treponema, Capnocytophaga, Lactococcus, Granulicatella, Enterococcus, Exiguobacterium, Atopobium, Veillonella
. Sur les implants et les dents, les bactéries mentionnées ci-dessus représentaient & gt; 90% de toutes les séquences.
En supramucosal ou plaques supragingivales sur les implants et les dents, les taxons les plus abondants étaient Streptococcacea, Rothia,
et Porphyromonas
. Dans les plaques muqueux à implants, les taxons plus abondant étaient Rothia, Streptococcaceae
et Porphyromonas
. Les bactéries sous-gingivales les plus abondantes sur les dents étaient (Figure de 1a, b) de Prevotella, Streptococcaceae et TG5. Figure 1 Fréquence de détection des taxons trouvés dans les sites péri-implantaires et parodontaux enflammés. (A) Répartition des taxons dans les biofilms supra- et muqueux des implants enflammés et (b) les taxons dans les biofilms supra- et sous-gingivales des dents touchées par la parodontite. Les genres énumérés (g), les familles (f) et des classes (c) représente 90% de toutes les séquences trouvées.
L'analyse statistique a montré des différences significatives entre la plaque supra- et muqueux sur les implants pour le genre (le p de Tannerella = 0,0067) et près de différences significatives pour le genre (p = 0,056 de Aggregatibacter). Après correction pour les tests multiples, ces différences ne sont plus significatives.
Gram catégories de taches
Les catégories de coloration de Gram sur les implants et les dents sont présentés dans la figure 2a et b. En général, les bactéries Gram-positives étaient plus fréquents que les bactéries à Gram négatif dans tous les échantillons. Sur les implants, les bactéries Gram-positives ont été principalement trouvés dans les échantillons supra- et muqueux. Dans les échantillons supragingivales des dents, les bactéries Gram-positives étaient plus fréquents que les bactéries Gram-négatives, mais dans des échantillons de plaque sous-gingivale l'abondance des bactéries Gram-positives et Gram-négatives étaient similaires. Sur les implants et les dents, le nombre de bactéries Gram-négatives étaient plus à muqueux et endroits subgingivaux que dans supramucosal et les sites supragingivales. Figure 2 Les taxons identifiés ont été classés en fonction de leurs caractéristiques de coloration de Gram. Les barres représentent le nombre cumulé de OTU dans les zones supranationales et muqueux au niveau des implants (a) et dans les zones supra- et sous-gingivales à dents (b).
Analyse en coordonnées principales (ACoP)
Le analyse en coordonnées principales (Figure 3) des distances UNIFAC pondérés n'a révélé aucune séparation distincte des communautés bactériennes associées aux implants ou des dents (p & gt; 0,01). Figure 3 structure de la communauté bactérienne sur les sites péri-implantaires et parodontaux enflammés. Les panneaux indiquent le principal Analyse Coordonner des distances UNIFAC. Il n'y avait pas de cloisonnement des communautés bactériennes associées aux implants ou des dents (p & gt; 0,01), comme illustré par la distribution mal classé des points représentant les quatre domaines de cette étude d'échantillons de carte de chaleur de visualisation
de données de a été réalisée. en utilisant un affichage de la carte de chaleur, où les abondances relatives des 50 genres les plus fréquents sont représentés par différentes luminosités (figure 4). Des échantillons provenant de différents endroits au sein de patients individuels partagés seulement des similitudes minimales dans les compositions de la communauté bactérienne, comme montré avec la classification hiérarchique des taxons bactériens dans l'affichage de la carte de chaleur. Communautés à partir d'emplacements supramucosal à implants étroitement regroupés avec les communautés de muqueux endroits à des implants. En revanche, les échantillons prélevés sur la plaque supragingival étaient moins semblables à des échantillons de plaque sous-gingivale à dents. Figure 4 carte chaleur présentation montrant les abondances des 50 genres les plus fréquents dans tous les échantillons. Les échantillons individuels sont représentés sur l'axe des x en tant que dent (T) ou l'implant (I), dans l'emplacement ci-dessus (= supramucosal ou supragingival) ou secondaire (= muqueux ou sous-gingivale), et un nombre représentant le patient. De cette présentation, il est évident que les différents endroits au sein de chaque patient partagent seulement des similitudes minimes dans la composition des communautés bactériennes.
Indice de diversité Shannon
L'indice Shannon diversité décrit la biodiversité et tient compte du nombre de genres et leurs abondances [22] . Ni les implants ni dents ont démontré des différences significatives dans l'indice de diversité pour les emplacements supra- et muqueux dans les implants et les emplacements supra- ou sous-gingivales à dents (Figure 5). Figure 5 indice Shannon diversité a été calculé pour les implants et les dents et a montré que ni implants ni dents démontré regroupement significatif de l'indice de diversité des lieux d'échantillonnage (bleu et points rouges).
Discussion
La présente étude décrit en détail les microbiomes supra- et muqueux, et supranationales et subgingivaux de sites péri-implantaires et parodontales inflammation chez des sujets simples en utilisant 16S pyroséquençage à base de gène ARNr. L'étude actuelle a démontré (1) fréquence des membres du genre Rothia
et des membres de la famille Streptococcaceae
au niveau des implants et des dents, (2) aucune différence significative entre les microbiomes des implants et des dents malades affectés par la parodontite, (3) aucune différence significative entre supra- et muqueux, ou supra- et microbiomes subgingivaux.
l'approche actuelle ARNr 16S visait à détecter la composition complète des bactéries situées sur deux sites différents à des implants et des dents. Dans la présente étude, les longueurs de séquençage ont été limités à 550 pb et donc annotations ont été limités au niveau du genre, une approche établie pour l'analyse des biofilms complexes [23, 24]. En accord avec d'autres publications actuelles, la composition de microbiomes a montré des différences élevées inter-individuelles [8]. phylotypes proéminents dans les régions supra- et muqueux étaient Rothia
et Streptococcaceae
. Les espèces appartenant au genre Rothia
ont été décrites à plusieurs reprises en tant que membres des communautés orales [25-27], et ont été associés à la santé parodontale [28, 29]. Des niveaux élevés de ce genre ont été signalés dans des sites d'implants sains ainsi [30]. membres spécifiques du genre Rothia
ont récemment été montré pour causer des infections cliniques telles que l'arthrite septique, la pneumonie, la septicémie chez les patients transplantés rénaux, les infections artério-veineuses, la bronchite aiguë et l'endocardite [31] et - en tant que membre de biofilms - a été associée à des infections articulaires en orthopédie [32]. Les facteurs de virulence et la capacité de ce genre pour induire des infections ont été étudiés in vitro ainsi [33]. Notre étude a également détecté des fréquences élevées de genres qui n'a pas été précédemment décrits comme des habitants communs par voie orale [34]. Par exemple. Exiguobacterium
a été décrit comme une bactérie colonisant les habitats marins et de la nourriture de la mer [35-37], ancien permafrost sibérien, glace glaciaire du Groenland, et des sources chaudes [38]. De la présente étude, on ne sait pas si ce genre a été accidentellement incorporé par la contamination [39] ou si elle a été constituée en plaques par voie orale par la consommation de nourriture., L'apport alimentaire doit donc être contrôlé ou enregistré dans les études futures avec précision.
Toutes les analyses dans la présente étude a indiqué que la diversité des biofilms colonisatrices implants malades était semblable à biofilms colonisatrices dents touchées par la parodontite. En revanche, Kumar et al. [7] ont observé la diversité réduite à des sites d'implants que sur les dents malades et Koyanagi et al. [8] ont rapporté la diversité significativement plus élevée dans les sites d'implants que sur les dents malades. Une explication partielle de ces différences peut être que les sujets étaient de différentes populations ethniques. Il a émis l'hypothèse que la diversité est un indicateur de la complexité d'une maladie, alors que la diversité est élevée associée à des maladies complexes.
Dans la présente étude, genres bactériens associés aux implants malades ne sont pas significativement différents de communautés associées aux dents infectées dans le même sujet, ce qui est conforme à d'autres publications [40-42] et a démontré que la transmission intraoral de bactéries d'un créneau à l'autre est un événement possible. En revanche, avec des techniques d'hybridation du genre Actinomyces
était le taxon dominant trouvé à dents touchées par la parodontite et les implants malades [3, 43], mais n'a été trouvé que dans les basses fréquences dans la présente étude. Kumar et al. [7] ont utilisé des techniques de séquençage et a conclu que les bactéries de Actinomyces représentent moins de 5% de toutes les séquences. Les genres Treponema et Tannerella
y compris les espèces appartenant au complexe rouge, ainsi que Aggregatibacter,
ont été trouvés dans presque des fréquences similaires à des implants malades et des dents touchées par la parodontite; contrairement Porphyromonas
a été trouvé plus fréquemment à des implants. Les mêmes observations ont été rapportées précédemment par Cortelli et al. [44], mais ne sont pas pris en charge par d'autres études [7, 8]. Encore une fois, les différences dans la conception expérimentale peuvent expliquer ces observations, par exemple Kumar et al. [7] implants étudiés et des dents de différents sujets.
Dans notre étude, les compositions de biofilms supra- ou muqueux à des implants étaient plus similaires que les biofilms supra- ou sous-gingivales à dents, comme le montre l'analyse de la carte de la chaleur, qui est conforme à Ximenez-Fyvie et al. [43] qui a trouvé genres identiques dans les plaques supra- et sous-gingivales des dents touchées par la parodontite. En utilisant l'hybridation d'ADN, Shibli et al. [3] a également confirmé les similitudes entre les biofilms à des endroits supra- et muqueux à des implants.
A sites d'implantation, la composition microbienne était principalement composée de taxons Gram-positif. A dents, taxa Gram-positifs ont également été plus fréquentes que les taxons Gram négatif, mais des rapports beaucoup plus faibles. Ces différences entre les emplacements supra- et muqueux étaient pas évidentes sur la discrimination des genres séquencée, mais il est devenu évident en utilisant les caractéristiques Gram. Ces données sont partiellement en contraste avec les données rapportées par Kumar et al. Conclusions de [7], qui ont déclaré que péri-implantite des implants défaillants est une maladie principalement à Gram négatif.
La présente étude en utilisant des techniques de séquençage 16S ARNr complété la connaissance de la composition des supra- et muqueux, et supra - et subgingal biofilms. Sur la base des limites de l'étude et l'analyse au niveau du genre de différences significatives dans la composition du biofilm des tissus péri-implantaires et parodontaux malades ont pas été observé
abréviations
API:.
Approximal Index Plaque
BOP:
saignement au sondage
Bp:
paire de base
ADN: acide désoxyribonucléique
dNTP:
Desoxynucleotide triphosphate
min .:
minute
ml:
Milliliter
mm:
Millimeter
pas:
Nombre
OUT: unités taxonomiques opérationnelles
ACoP:
Analyses Coodinate principales
< dfn> PCR: Polymerase Chain Reaction
PD:
profondeur de poche
ARNr: acide ribonucléique ribosomique
.
Déclarations
Remerciements
les auteurs sont reconnaissants à Rainer Schreeb pour son excellent travail de laboratoire.
l'étude a été financée en partie par le Dr Dorka-Stiftung.
électronique matériel supplémentaire
12903_2014_486_MOESM1_ESM.zip fichiers supplémentaires 1: 16S séquences de gènes ARNr. (ZIP 965 KB) Auteurs de fichiers originaux soumis pour les images
Voici les liens vers les auteurs originaux soumis fichiers pour les images. de fichier d'origine pour la figure 1 12903_2014_486_MOESM3_ESM.tif Auteurs 12903_2014_486_MOESM2_ESM.tif Auteurs fichier d'origine pour de fichier d'origine pour la figure 3 12903_2014_486_MOESM5_ESM.tif Auteurs 'Figure 2 12903_2014_486_MOESM4_ESM.tif Auteurs fichier d'origine pour la figure 4 fichier original 12903_2014_486_MOESM6_ESM.tif Auteurs »pour la figure 5 intérêts concurrents
Les auteurs déclarent qu'ils ont aucun conflit d'intérêts de la contribution de
auteurs
SS a contribué avec le concept et la conception, la recherche clinique, l'analyse des données, et a été responsable de la rédaction. IS investigation clinique; RS analyse des données; séquençage MaS; préparation AW et SNS échantillon; JE et MeS concept et la conception critique révisé et approuvé la version finale du manuscrit.
