Résumé de l'arrière-plan
Il est bien connu que l'utilisation de produits nettoyants pour prothèses dentaires peut réduire Candida l'accumulation de biofilm de albicans; Cependant, l'efficacité de la prothèse nettoyants d'acide citrique est incertain. En outre, l'efficacité à long terme de cette prothèse nettoyant est pas bien établi, et leur effet sur les biofilms résiduels est inconnue. Cette vitro
étude a évalué l'efficacité de l'acide citrique traitement prothèse nettoyant sur C. albicans
biofilm recolonisation de poly (méthacrylate de méthyle) (PMMA) de surface. Méthodes de
les biofilms de C. albicans ont été développés pendant 72 h sur PMMA échantillons de résine (n = 168), qui ont été assignés au hasard à 1 des 3 traitements de nettoyage (TPP) pendant la nuit (8 h). CTs inclus eau purifiée comme un contrôle (CTC) et deux groupes expérimentaux qui ont utilisé un 1: 5 dilution de la prothèse de l'acide citrique nettoyant (CT5) ou une dilution 1: 8 de prothèse d'acide citrique nettoyant (CT8). biofilms résiduels adhérant aux spécimens ont été collectés et quantifiés à deux points de temps: immédiatement après CTs (TIC) et après le nettoyage et la recolonisation de biofilm résiduelle (RT). biofilms résiduels ont été analysés par quantification des cellules viables (UFC /ml) et de l'architecture du biofilm a été évaluée par microscopie confocale à balayage laser (CLSM) et la microscopie électronique à balayage (MEB). traitements nettoyant pour prothèses dentaires et des périodes d'évaluation ont été considérés comme des facteurs de l'étude. Les données ont été analysées en utilisant ANOVA à deux voies et les résultats de Honnêtement différence significative de Tukey (HSD) test (α = 0,05).
Immédiatement après les traitements, les solutions de nettoyage citrique de la prothèse d'acide (CT5 et CT8) réduit le nombre de cellules viables par rapport au témoin (p & lt; 0,01). Cependant, après 48 h, les deux groupes CT (CT5 et CT8) ont montré biofilm recolonisation (p & lt; 0,01). biofilm résiduel recolonisation a également été détectée par CLSM et l'analyse SEM, qui a révélé une biomasse plus élevée et l'épaisseur moyenne de biofilm pour le groupe CT8 (p & lt; 0,01).
Conclusion de citriques les nettoyants pour prothèses dentaires d'acide peuvent réduire C. albicans
l'accumulation d'un biofilm et la viabilité cellulaire. Cependant, ce CT n'a pas empêché biofilm recolonisation
Mots-clés albicans
biofilm Denture hygiène Denture Nettoyants Candida
poly (méthacrylate de méthyle) de matériel supplémentaire électronique
La version en ligne de cet article (doi:. 10. 1186 /1472-6831-14-77) contient du matériel supplémentaire, qui est disponible pour les utilisateurs autorisés.
Contexte
Candida spp. est l'un des principaux organismes responsables de la stomatite induite par la prothèse, ce qui est principalement dû à sa capacité à adhérer et former des biofilms sur orale tissus de la cavité et les surfaces de la prothèse, ainsi que du fait de sa résistance aux agents antifongiques [1-4]. Ce biofilm pousse abondamment sur acrylique matériau de la prothèse en résine et son élimination efficace est un défi important à la fois par des méthodes chimiques et mécaniques [2-5].
Beaucoup de nettoyants pour prothèses dentaires chimique qui contiennent des enzymes, l'hypochlorite de sodium, le peroxyde alcalin, et des solutions d'acide sont disponible pour une utilisation avec un brossage mécanique pour enlever le biofilm résiduel fixé aux surfaces de la prothèse [5-8]. solutions de nettoyage pour dentiers ont des propriétés antimicrobiennes, comme l'a démontré par de nombreuses études [7-12]; cependant, aucune de ces méthodes ne semblent éliminer efficacement le biofilm et d'empêcher la recolonisation sur la surface de la prothèse [6, 7].
Un autre type de prothèse nettoyant contient de l'acide citrique et est disponible sous forme d'une solution concentrée, qui peut être utilisé quotidiennement ( dilution 1: 5) ou hebdomadaire (1: 8 dilution) après dilution appropriée (comme indiqué par le fabricant). Ce nettoyant agit comme un agent chimiothérapeutique qui peut perturber efficacement les biofilms par un mécanisme de séquestrant d'ions calcium [13]. Ce mécanisme permet à l'acide citrique pour rompre les ponts de calcium et ensuite perturber la matrice du biofilm, ce qui peut conduire à une activité anti-biofilm [14, 15] Acide citrique solutions.
Ont été évalués pour leur capacité à décontaminer les surfaces des implants [16], ce qui démontre une réduction du nombre d'espèces pathogènes. Bien que des solutions d'acide citrique sont également efficaces contre les biofilms Streptococcus mutans et les biofilms dérivées de multiples espèces qui se développent sur des surfaces de titane [16], l'effet des produits nettoyants de l'acide citrique contre Candida les biofilms sur les surfaces de la prothèse n'a pas encore été rapporté.
Bien que l'utilisation continue de l'acide citrique nettoyants acides pour 3 mois a montré des effets indésirables avec une plus grande libération d'ions à partir d'alliages Co-Cr [17, 18], aucun effet nocif n'a été démontré avec des matériaux de prothèse dentaire en général [19]. En revanche, d'autres nettoyants pour prothèses dentaires, principalement celles contenant de l'hypochlorite de sodium, pourrait augmenter la rugosité de surface, diminuer la dureté, et éventuellement changer la couleur des résines acryliques et des revêtements de prothèses [19-21]. Par conséquent, les nettoyants d'acide citrique peuvent être appropriés pour les prothèses amovibles et les appareils orthodontiques et pour éliminer les biofilms et la prévention de leur recolonisation.
Par conséquent, compte tenu de la rareté des études portant sur l'efficacité des nettoyants d'acide citrique pour enlever biofilms à partir de matériaux de prothèse dentaire, la présente étude ont évalué l'efficacité des nettoyants d'acide citrique sur Candida albicans
biofilm recolonisation de poly (méthacrylate de méthyle) (PMMA).
Méthodes
conception expérimentale
Cette vitro
étude utilisé, une conception randomisée en aveugle . Les biofilms de C. albicans ont été développés pendant 72 h sur PMMA échantillons de résine (n = 168), puis assignés au hasard à 1 de 3 traitements de nettoyage (TPP): eau purifiée, utilisée comme contrôle (CTC); Dilution 1: 5 de l'acide citrique prothèse nettoyant (CT5); ou 1: 8 dilution d'acide citrique de nettoyage des dentiers de l'acide (CT8). biofilms résiduels adhérant aux spécimens ont été prélevés et quantifiés à deux points de temps différents: immédiatement après le nettoyage des traitements (groupe TIC) ou 48 h après le nettoyage, lorsque résiduelle biofilm recolonisation (groupe RT) se produirait. biofilms résiduels ont été analysées en déterminant le nombre de cellules viables (UFC /ml). l'architecture du biofilm a été évaluée par microscopie confocale à balayage laser (CLSM) et la microscopie électronique à balayage (MEB). Les facteurs de l'étude étaient les traitements nettoyant pour prothèses dentaires et des périodes d'évaluation (TIC ou RT). Les variables de réponse étaient le nombre de cellules viables et l'architecture de C. albicans de biofilms résiduels. Un schéma de la conception expérimentale est illustrée dans les fichiers 1. spécimens
de résine supplémentaires
spécimens en forme de disque (diamètre de 10 mm, épaisseur de 2 mm et 219,8 mm
2) de la zone micro-ondes polymérisé PMMA ( Onda Cryl; Artigos Odontologicos Clássico Ltd, São Paulo, Brésil) ont été fabriqués selon les instructions du fabricant. Après polymérisation, les disques ont été plongés dans de l'eau purifiée à 37 ° C pendant 48 h pour le monomère résiduel libération [22]. Les échantillons de PMMA ont ensuite été broyés avec un polissoir horizontal (modèle APL-4; Arotec, São Paulo, Brésil) et en utilisant des papiers d'oxyde d'aluminium progressivement plus fines (320-, 400- et 600-grit) pour normaliser la rugosité de surface à 0,34 ± 0,02 um. Avant de développer le biofilm, les disques ont été nettoyés par ultrasons (Thornton T 740; Thornton-Inpec Eletrônica Ltda, Vinhedo, Brésil) avec 70% d'alcool et stérilisées eau ultra-purifiée (20 min) pour éliminer les contaminants et les artefacts de la surface [23] . L'absence de contamination a été confirmée par l'immersion d'un échantillon de spécimens dans les milieux de culture stérile
Les spécimens ont été assignés au hasard à 1 des 3 groupes de traitement, qui ont été divisées dans les points de temps évalués:. Immédiatement après les traitements (TIC) et 48 h après le nettoyage et le résidu biofilm recolonisation (RT). Le nombre de spécimens dans chaque groupe (n = 12) a été déterminé par des tests préliminaires, qui ont confirmé la taille de l'échantillon a donné une puissance suffisante (80%) pour détecter des différences statistiquement significatives.
Formation pelliculaire salivaire sur des échantillons
Avant de développer les essais de biofilm, des échantillons de PMMA propres ont été recouvertes avec de la salive pour imiter l'environnement de la cavité buccale. toute la salive humaine a été donné par un volontaire sain, qui ont fourni un consentement éclairé écrit. Le Comité de la recherche et de l'éthique de l'école dentaire Piracicaba, Université d'Etat de Campinas, a approuvé cette étude. L'échantillon de salive ont été recueillis à la même heure de la journée, pour chaque expérience, et le volume de collecte a été limitée à 50 mL par période de collecte
toute la salive humaine a été recueilli par la stimulation masticatoire avec un film flexible (Parafilm M;. American Can Co , Neenah, WI). Saliva a été clarifié par centrifugation à 3800 g
pendant 10 min à 4 ° C. Le surnageant a été recueilli et stérilisé par filtration (22 pm) pour une utilisation immédiate. Pour chaque disque, une pellicule salivaire a été formée sur la surface après une incubation de 30 min, à 37 ° C et à 75 tours par minute dans un agitateur orbital.
Des conditions de croissance et Inoculum
Une anse de culture de levure C. albicans
(ATCC 90028) a été réactivé et incubé pendant 24 h à 37 ° C. Par la suite, les cellules ont été récoltées, mises en suspension dans Yeast Nitrogen Base (YNB) de bouillon (Becton Dickinson, Franklin Lakes, NJ), additionné de glucose 100 mM. La densité cellulaire était spectrophotométrie (Spectronic 20, Bausch & amp; Lomb, Rochester, NY) normalisé à une densité optique de 0,25 à 520 ηm, ce qui correspond à 1 × 10 6 UFC /inoculum mL [24] dosage biofilm
.
PMMA disques de salive revêtus ont été placés verticalement en polystyrène à 24 puits des plaques de culture. Ensuite, 2 ml de la suspension cellulaire normalisé (1 x 10 6 UFC /mL de C. albicans dans
YNB supplémenté avec du glucose 100 mM) a été ajouté à chaque puits. Biofilm a été développé à 37 ° C et inférieure à 75 tours par minute dans un agitateur orbital pendant 72 heures, pour permettre la maturation du biofilm. Le milieu a été changé toutes les 24 h. essais de biofilms ont été réalisées en triple dans 3 expériences indépendantes de traitement des protocoles.
Après la croissance du biofilm pendant 72 h, les échantillons ont été assignés au hasard à 1 sur 3 CTs nuit (8 h). nettoyant acide citrique (CURADEN BDC 105, Curaprox, suisse) a été dilué dans de l'eau purifiée, selon les instructions du fabricant, en 1: 5 ou 1: 8 solutions, qui sont recommandés pour une utilisation quotidienne ou hebdomadaire, respectivement. Chaque échantillon a été placé dans un récipient stérile contenant 8 ml de la solution de traitement.
A la suite des traitements nettoyant (8 h), les échantillons ont été prélevés et lavés deux fois dans 2 ml de stériliser la solution saline tamponnée au phosphate (PBS) (pH 7,4) . Les biofilms résiduelles qui adhèrent aux spécimens ont été immédiatement prélevés (TIC) ou laissées se développer dans les mêmes conditions pendant 48 heures (groupe RT) [10].
Viable la quantification des cellules de biofilm résiduelle
biofilms résiduels ont été perturbés et collés les micro-organismes ont été retirés de spécimens par sonication (7 W pendant 30 s). les solutions traitées aux ultrasons ont été diluées en série dans du PBS et étalées (20 pi) en triple exemplaire sur de l'agar Sabouraud Dextrose. Les plaques ont été incubées à 37 ° C dans des conditions aérobies pendant 48 h. CFU ont été comptées en utilisant un microscope stéréoscopique, et les résultats sont exprimés en unités formant des colonies par l'analyse de l'architecture du biofilm ml (UFC /ml). MEB des échantillons dont les biofilms fixés ont été rincées avec du PBS stérile et placées dans 1% tétroxyde d'osmium pendant 1 h. Des spécimens ont ensuite été lavées dans de l'eau purifiée, déshydratés dans une série de lavages à l'éthanol (70% pendant 10 minutes, 95% pendant 10 minutes, et à 100% pendant 20 minutes) et séchées à l'air dans un dessiccateur avant le revêtement par pulvérisation cathodique avec de l'or [24, 25]. Ensuite, les échantillons ont été montés sur des talons en aluminium et recouverts d'or. Les caractéristiques de surface de biofilm ont été visualisées avec SEM (JSM 5600LV, JEOL, Tokyo, Japon) à 1.500 × dans un mode à vide élevé à 15 kV analyse de l'architecture
de biofilm:. CLSM
biofilms formés sur les surfaces de PMMA ont été colorées en utilisant le kit en direct /Dead BacLight viabilité, comprenant SYTO-9 et l'iodure de propidium (PI). CLSM avant les examens, les échantillons ont été protégés de la lumière et incubées à 37 ° C pendant 20 min [24, 25]. Images de biofilms colorées ont été capturées à l'aide d'un système de CLSM (LEICA - TCS SP5, Leica Microsystems, Wetzlar, Allemagne). Une série d'images ont été obtenues à des intervalles de 1 um dans la section z pour une vue en trois dimensions du biofilm. Au moins, cinq champs optiques représentatifs ont été examinés pour chaque échantillon.
Logiciel COMSTAT a été utilisé pour analyser les images CLSM. Les propriétés de l'architecture de biofilms analysés par COMSTAT inclus la biovolume (um 3 /um 2), épaisseur moyenne (um), et le coefficient de rugosité.
Analyse statistique
données ont été analysées en utilisant un logiciel statistique ( SAS version 9.0;. SAS Institute, Inc, Cary, Caroline du Nord) avec un niveau fixé à 5% de signification. Les hypothèses de l'égalité des variances et de la distribution normale des erreurs ont été évalués pour chaque variable. Lorsque la normalité a été violée, les données ont été transformées de façon logarithmique. Facteurs interférant dans les variables de réponse (C. albicans
cellules viables, CFU /mL), bio-volume (μm3 /um2), épaisseur moyenne (um) et le coefficient de rugosité) ont été analysés avec ANOVA à deux voies (type et de l'évaluation période). Résultats de comparaisons post-hoc ont été effectuées en utilisant la différence Honnêtement significative de Tukey (HSD) test.
Les deux voies comparaisons ANOVA ont montré que les deux facteurs d'étude "Traitements" (CTC, CT5 et CT8) et "périodes d'évaluation" (TIC et RT) ont affecté la quantification des cellules viables (p & lt; 0,01); mais pas d'interactions statistiques ont été détectées. Cependant, pour les paramètres d'architecture biofilm (bio-volume, l'épaisseur moyenne et rugosité), les deux voies comparaisons ANOVA ont montré une interaction statistiquement significative (p & lt; 0,001). Entre les facteurs à l'étude
L'utilisation de nettoyants d'acide citrique a donné lieu à aucun nombre de cellules viables immédiatement après les traitements pour les deux groupes expérimentaux (CT5 et CT8) (p & lt; 0,01), comme le montre le tableau 1. Toutefois, 48 h après les traitements, C. albicans
le nombre de CFU ont été détectés dans le quantification des cellules viables, ce qui démontre que les biofilms résiduels pourraient recoloniser les échantillons de surface de PMMA. Bien que l'acide citrique CTs sont pas efficaces dans les 48 h (p & lt; 0,01), ces solutions de nettoyage ont montré plus faible nombre de comptages CFU en comparaison avec le groupe témoin (p & lt; 0,01) à la fois du temps d'évaluation points.Table 1 C. albicans viable quantification des cellules (moyenne ± écart-type) selon les différents traitements et période d'évaluation
nombre de cellules viables (106 CFU /mL)
de traitement Cleansing
périodes d'évaluation
Immédiatement après les traitements (TIC)
Autorisé à recoloniser (RT)
CTC - H2O
1,01 ± 8.59Aa
11,1 ± 12.30Ba
CT5 - 1: 5
0AB
1,92 ± 3.64Bb
CT8 - 1 : 8
0AB
3,63 ± 4.12Bb
lettres majuscules différentes indiquent des différences statistiquement significatives (p & lt; 0,01) entre les périodes d'évaluation [Immédiatement traités (TIC ) et a permis de recoloniser (RT)]. lettres minuscules Distinct indiquent des différences statistiquement significatives (p & lt; 0,01). entre les traitements (CTC, CT5 et CT8) analyses d'architecture
de biofilms sont présentés au tableau 2. Des différences statistiquement significatives ont été détectées pour des périodes d'évaluation (p & lt; 0,01) et pour les traitements de nettoyant pour prothèses dentaires (p & lt; 0,05). Immédiatement après les traitements (TIC), les biofilms traités avec CT5 ont été plus touchés que ceux traités avec CT8 et les groupes témoins, montrant un bio-volume plus faible et l'épaisseur moyenne que celles des autres groupes (p & lt; 0,05). En outre, le groupe CT8 a montré un coefficient de rugosité élevé, ce qui indique le biofilm est moins tassé (p & lt; 0,05). Après la période de recolonisation (RT), biofilms traités avec une solution de nettoyage quotidien (CT8) a montré une augmentation de la bio-volume et d'épaisseur moyenne par rapport à ceux de la dilution 1: 5 (CT5) et de contrôle (eau) traitements (p & lt 0,05) .Bien il n'y avait pas de différences statistiques dans l'architecture des biofilms traités avec de l'eau ou CT5 (p & gt; 0,05), les différences dans les biofilms visualisées par SEM et CLSM ont été détectés parmi les groupes (figures 1 et 2). Comme les chiffres l'indiquent, les biofilms des groupes de contrôle et de l'acide citrique ont montré différents niveaux métaboliques après chaque CTs à la fois pour l'évaluation periods.Figure 1 présente des images SEM représentatifs de biofilms traités avec de l'eau purifiée, CT5 et CT8 à la TIC et des périodes d'évaluation RT. En ce qui concerne le traitement de contrôle (eau purifiée), aucune modification substantielle de la structure du biofilm ont été détectés. Les hyphes ont été observés immédiatement après les traitements de l'acide citrique (figure 1B et C). Nous avons observé une réduction spectaculaire du nombre de cellules du groupe CT8 immédiatement après les traitements (figure 1c). En outre, nous avons observé une légère diminution du nombre de cellules pour CT5 aux deux points de temps (Figure 1B et E), par rapport au témoin. Les biofilms ont été identifiés pour tous les groupes après la période de recolonisation (figure 1D, E et F) et plus grand nombre de cellules ont été observées pour le groupe CT8 à TA (figure 1F) .Table 2 Bio-volume (pm 3 /um 2), moyenne épaisseur (um), et le coefficient de rugosité (moyenne ± écart-type) de C. albicans biofilms selon différents traitements et période d'évaluation
Bio volume
épaisseur moyenne
coefficient de rugosité
Traitements
périodes d'évaluation
périodes d'évaluation
évaluation periods
ICT
RT
ICT
RT
ICT
RT
CTC
10.77 ± 1.5Aa
1,30 ± 1.2Ba
12,25 ± 2.1Aa
1,53 ± 1.4Ba
0,11 ± 0.1Aa
1,41 ± 0.4Ba
CT5
12,61 ± 3.1Aa
1.14 ± 0.6Ba
11,97 ± 3.1Aa
1.04 ± 0.6Ba
0,21 ± 0.2Aa
1,73 ± 0.1Ba
CT8
3,87 ± 2.8Ab
9,71 ± 2.7Bb
4,88 ± 3.7Ab
11,69 ± 3.3Bb
1,17 ± 0.3Ab
0,30 ± 0.2Bb
lettres majuscules différentes indiquent des différences statistiquement significatives (p & lt; 0,01) entre les périodes d'évaluation au sein des traitements [Immédiatement traités (TIC); et autorisés à recoloniser (RT)]. lettres minuscules Distinct indiquent des différences statistiquement significatives (p & lt; 0,05). entre les traitements (CTC, CT5 et CT8) dans les périodes d'évaluation
Figure 1 microscopie électronique à balayage représentant (SEM) images (1500 ×) de C. albicans biofilms selon les différents traitements et périodes d'évaluation: A, groupe CTC (TIC); B, groupe CT5 (TIC); C, groupe CT8 (TIC); D, groupe CTC (RT); E, groupe CT5 (RT); F, un groupe CT8 (RT). Notez le hyphes (flèches) formation immédiatement après les deux traitements de solution d'acide citrique dans les TIC et la recolonisation après 48 h (RT).
Figure 2 représentant la microscopie à balayage laser confocal (CLSM) de C. albicans biofilms selon différents traitements et de l'évaluation périodes dans les traitements et les périodes évaluées: A, groupe CTC (TIC); B, groupe CT5 (TIC); C, groupe CT8 (TIC); D, groupe CTC (RT); E, groupe CT5 (RT); F, un groupe CT8 (RT). Les barres représentent 12,5 um. Remarque plus faible densité cellulaire dans les TIC, pour les deux groupes CT5 et CT8 (B et C), par comparaison au témoin (A). Notez la densité cellulaire plus faible pour le groupe CT5 par rapport au groupe CT8 à la température ambiante. Discussion de
Légère réduction de la densité cellulaire pour le groupe de contrôle peut être dû à biofilm sur-maturation. Dans la présente étude, nous avons évalué l'efficacité de l'acide citrique prothèse nettoyant pour enlever ou tuer le C. albicans
biofilm formé sur la surface des échantillons de PMMA. Un effet à long terme d'autres solutions de nettoyage prothèse a été démontrée dans des études antérieures [7, 9], qui comprenait également l'évaluation de la solution (hypochlorite de sodium) étalon-or. Dans la présente étude, seule l'eau purifiée a été utilisée comme témoin. Considérant qu'il est bien connu que l'hypochlorite de sodium est efficace contre Candida de les biofilms, notre étude visait à montrer les différences, le cas échéant, entre l'acide citrique prothèse nettoyant et l'absence de traitement chimique. La présente étude a montré que le traitement à l'acide citrique était plus efficace que l'absence de traitement; mais les comparaisons avec une solution standard d'or restent à tester.
La prothèse nettoyant acide citrique utilisé dans la présente étude était un mélange d'eau ultra-purifiée et de l'acide citrique dans la non-toxique, solution chimique soluble, de faible viscosité de l'eau, qui peut briser des ponts calcium-ion qui servent de sites de liaison chimique reliant les chaînes de polymères EPS [13]. Sur la base de la littérature, l'acide citrique est l'agent chimiothérapeutique avec le plus grand potentiel pour éliminer les biofilms de surfaces de titane contaminés in vitro
, même si elle n'a pas atteint l'élimination complète [14, 16].
Dans la présente étude, nous observé un phénomène biofilm recolonisation dans les deux groupes expérimentaux lorsque les spécimens nettoyés ont été maintenus pendant 48 heures de plus dans un milieu de culture supplémenté avec du glucose. Par conséquent, nous avons découvert que l'acide citrique perturbé biofilms, mais n'a pas éliminé totalement. Cette constatation conduit à la supposition que cette prothèse nettoyant peut être une méthode efficace pour compléter l'élimination du biofilm permet une fois les débris d'être plus aisément enlevé de la surface de la prothèse. Par conséquent, il est attendu que l'acide citrique présente un effet plus uniforme sur l'élimination du biofilm lorsqu'ils sont associés à un procédé mécanique, tel qu'un brossage, pour éliminer complètement le biofilm mature à partir des prothèses dentaires [14, 16, 26].
Bien que le nombre de cellules viables était nulle immédiatement après les traitements avec soit des nettoyants d'acide citrique, il convient de noter que le nombre de cellules viables identifiées par dosage CFU a une faible sensibilité quand un petit nombre de cellules sont viables. Dans une tentative pour expliquer ces résultats, nous avons utilisé CLSM comme méthode auxiliaire pour le dosage CFU en analysant les biofilms avec leurs structures en trois dimensions conservés, qui a également montré la viabilité. Par conséquent, la présence d'un biofilm résiduelle a été confirmée par une analyse SEM et CLSM, et il était possible d'observer les cellules viables et les structures qui rappellent des biofilms dans les TIC. Ces biofilms résiduels ont contribué à la surface recolonisation après 48 heures, comme cela a été observé dans la RT
La présente étude a évalué les 1. 5 et 1: 8 dilutions de l'acide citrique nettoyant pour simuler son utilisation hebdomadaire et quotidienne. Ces solutions n'affectent probablement pas complètement les couches basales des biofilms. Ce phénomène peut être dû à la présence d'une matrice extracellulaire, qui protégeait le biofilm du nettoyant, et les cellules qui rappellent en quiescence métabolique, qui représentaient la recolonisation après 48 h [1, 27]. . Par conséquent, une seule exposition à la citrique prothèse nettoyant acide ne soit pas en mesure d'éliminer Candida de les biofilms, ou empêcher leur recolonisation
En comparant les résultats de la quantification des cellules viables et de l'analyse de l'architecture du biofilm, nous avons constaté que les traitements avec 1: 5 et 1: 8 dilutions des solutions d'acide citrique pourraient avoir un effet retard sur les cellules du biofilm. Bien que de nombreuses cellules viables ont été observées dans les images CLSM, ceux-ci ne sont pas détectés par l'évaluation des cellules viables. Ceci peut être expliqué par le phénomène connu sous le nom Post-antifongique Effet (PAFE), dans lequel les substances stockées à l'intérieur des vacuoles peuvent tuer les cellules au fil du temps [4].
Selon PAFE, l'absorption de l'acide citrique par les cellules de Candida de cours les traitements ont contribué à l'absence de CFU dans l'évaluation des cellules viables, ainsi que la diminution de la densité cellulaire des 1: 5 et 1: 8 groupes, par comparaison avec le contrôle. En ce qui concerne les biofilms visualisées dans TA, une biomasse plus élevée a été observée pour le groupe CT8 que pour le groupe CT5. Cette différence peut être liée à des différences dans les dégâts provoqués par les deux nettoyants en RT, ce qui signifie que le traitement CT8 permis supérieur recolonisation de biofilm à la période d'évaluation RT.
Selon la PAFE et les résultats obtenus avec les images CLSM, biofilms traités 1: le groupe 5 a montré des dégâts plus importants que ceux du 1: groupe 8. couches basales des biofilms traités avec la dilution 1: 5 semblaient montrer une plus grande réponse au TIC. En effet, le traitement de dilution 1,5 a donné lieu à un biofilm bio-volume plus faible et l'épaisseur moyenne à la température ambiante. En outre, le 1: traitement de dilution 8 n'a pas affecté profondément biofilms, permettant leur recolonisation abondamment après 48 h
Les résultats de la présente étude démontrent que la prothèse d'acide citrique nettoyant est efficace dans la réduction de C. albicans
viabilité cellulaire dans. un biofilm mature, immédiatement après les traitements. Toutefois, cette solution de nettoyage ne supprime pas totalement le biofilm et ne l'empêche pas sa recolonisation après 48 h. Par conséquent, cette étude présente des résultats importants en ce qui concerne l'effet anti-biofilm de citrique prothèse d'acide nettoyant.
Les résultats de la présente étude doit être interprétée avec prudence en raison de la nature in vitro
des 72 h formé biofilm n'a pas correspondre parfaitement à l'environnement de la cavité buccale. En outre, au cours des premières 72 heures de formation de biofilm initial, utilisé pour simuler un biofilm mature, il y aurait plusieurs successions microbiennes à travers le temps, ce qui pourrait être un peu une limitation de la présente étude. Cependant, les résultats fournissent des données importantes sur la façon dont le biofilm des C. albicans se comporte avec quotidiennes et hebdomadaires des traitements avec de l'acide citrique prothèse nettoyant utilisé dans la pratique clinique. Des études supplémentaires sont nécessaires avec d'autres espèces de Candida
dans un biofilm simple ou mixte, qui sont de plus en plus impliqués dans le long terme stomatite prothétique. En outre, ces biofilms doivent être utilisées pour des comparaisons entre l'efficacité à long terme de ces traitements avec de l'acide citrique et une solution étalon-or (hypochlorite de sodium), ce qui profiterait aux approches thérapeutiques cliniques.
Conclusion
Dans les limites de Déclarations
REMERCIEMENTS de cette étude, nous avons constaté que la prothèse nettoyants d'acide citrique réduit la viabilité des cellules, mais n'a pas empêché biofilm recolonisation dans les 48 h.
Les auteurs remercient l'appui São Paulo State Research Foundation (Fundação de Amparo un Pesquisa do Estado de São Paulo) pour les bourses accordées aux YWC et MMB (traite 12 /07436-6 et 12 /21011-8)
matériel supplémentaire électronique
12903_2014_404_MOESM1_ESM.pdf fichiers supplémentaires 1:. Schéma de la conception expérimentale réalisée Dans cette étude. (PDF 727 Ko) Auteurs de fichiers originaux soumis pour les images
Voici les liens vers les auteurs originaux soumis fichiers pour les images. de fichier d'origine pour la figure 1 12903_2014_404_MOESM3_ESM.tif Auteurs '12903_2014_404_MOESM2_ESM.tif Auteurs fichier d'origine pour la figure 2 Intérêts concurrents
Les auteurs déclarent qu'ils ont aucun conflit d'intérêts. Les contributions de
Auteurs
FF, LRP, WJS, et AADBC conceptualisé et conçu l'étude. FF, LRP et WJS recueilli les données. YWC et MMB interprétées et analysées les données. FF, YWC, MMB et LRP ont rédigé le manuscrit. WJS et AADBC effectué l'examen final du manuscrit. Tous les auteurs ont lu et approuvé la version finale de ce manuscrit.
