Miel Résumé de l'arrière-plan a été discuté comme une option thérapeutique dans la cicatrisation des plaies depuis les temps anciens. Il pourrait aussi être une alternative aux antimicrobiens couramment utilisés dans le traitement de la parodontite. L'étude in vitro avait pour but de déterminer l'efficacité antimicrobienne contre Porphyromonas gingivalis
comme periodontopathogen majeur.
Méthodes
Un Manuka et un apiculteur miel domestique ont été sélectionnés pour l'étude. Comme un examen préalable, MICs des miels contre les souches de 20 P. gingivalis ont été déterminées. Contenu du méthylglyoxal et le peroxyde d'hydrogène comme composés antimicrobiens potentiels ont été déterminés. Ces composants (jusqu'à 100 mg /l), de la propolis (jusqu'à 200 mg /l) ainsi que les deux miels (jusqu'à 10% p /v) ont été testés contre les souches de P. gingivalis dans quatre croissance planctoniques et dans une seule espèce Résultats de biofilm.
2% du miel de Manuka a inhibé la croissance de 50% de la planctonique P. gingivalis
, la respective MIC
50 de l'apiculteur miel allemand était de 5% . Le miel de Manuka contenait 1,87 mg /kg de peroxyde d'hydrogène et de l'intérieur du miel 3,74 mg /kg. La quantité de méthylglyoxal a été trouvé à être de 2 mg /kg dans le miel domestique et 982 mg /kg dans le miel Manuka. MICs pour le peroxyde d'hydrogène était de 10 mg /l - 100 mg /l, pour méthylglyoxal 5 à 20 mg /l, et Propolis 20 mg /l - 200 mg /l. 10% des deux types de miel inhibé la formation des biofilms de P. gingivalis et réduit le nombre de bactéries viables dans les 42 h âgés de biofilms. Ni la prévention totale de formation du biofilm, ni une éradication complète d'un biofilm 42 h-old par aucun des composés testés et les miels ont été trouvés.
Conclusions de miel agit antibactérienne contre P. gingivalis
. Les effets observés prononcés de miel de Manuka contre les bactéries planctoniques, mais pas au sein de biofilm peuvent être attribués à méthylglyoxal en tant que composant antimicrobien caractéristique.
Biofilm Methylglyoxal Minimal concentration inhibitrice électronique matériel supplémentaire de mots clés
Honey Porphyromonas gingivalis The version en ligne de cet article (doi:. 10 1186 /1472-6831-14-24) contient du matériel supplémentaire, qui est disponible pour les utilisateurs autorisés
Contexte
parodontite est une inflammation chronique qui se produit en réponse à. la présence de bactéries sous-gingivales. Un nombre limité d'espèces bactériennes ont été associés à la parodontite, et des preuves solides ont été accumulées pour impliquer Porphyromonas gingivalis
, une bactérie gram-négative anaérobie dans la pathogenèse [1-3]. Par ailleurs P. gingivalis
était supposée être un agent pathogène de la distorsion dans le développement de la maladie parodontale [4], la virulence est la plus associée à son activité protéolytique élevée [5].
Basé sur l'impact des agents pathogènes, le régime anti-infectieux est un élément important dans tout traitement de la parodontite. Dans la prévention de la recolonisation des bactéries, digluconate (CHX) est un agent couramment utilisé dans le traitement de la parodontite [6, 7]. Les antibiotiques sont recommandés pour les cas graves [8, 9]. Le développement de la résistance aux antibiotiques et les effets secondaires des médicaments impliquent la recherche de solutions de rechange. Entre autres, la thérapie à base de plantes, y compris la combinaison avec des antibiotiques ou l'utilisation de miel pourrait être une option [10, 11] de. Le miel est un ancien traitement des plaies et a été réintroduit dans la thérapie médicale moderne en raison de ses propriétés antimicrobiennes et la guérison des plaies promouvoir l'efficacité [12]. Le peroxyde d'hydrogène a été trouvé être un constituant antibactérien du miel [13]. Pour un couple d'années un intérêt particulier a été porté sur le miel Manuka qui dérive de l'arbre de Manuka (manuka
) de plus en plus en Nouvelle-Zélande. Dans le miel Manuka, ayant une forte activité non peroxyde, méthylglyoxal a été identifié comme constituant antibactérien dominante [14]. Le miel a été prouvé pour être efficace dans le traitement de l'herpès simplex récurrentes lésions [15], brûlent des blessures [16], postopératoires des plaies infectées [17]. Il a été constaté pour réduire le nombre de streptocoques mutans dans la salive de patients xérostomie [18]. Chez les patients atteints de gingivite et la plaque, le miel Manuka a pu réduire les saignements et la quantité de plaque [19].
Un autre produit d'abeille importante ayant une activité antimicrobienne est propolis, une substance résineuse que les abeilles utilisent pour sceller de leurs peignes [ ,,,0],20]. Comme additif aux dentifrices [21] ou l'irrigation [22], la propolis peut promouvoir la santé parodontale.
Notre étude visait à déterminer l'effet de deux types de miel et de leurs composés antimicrobiens peroxyde d'hydrogène le plus connu et le méthylglyoxal, ainsi que de la propolis sur les souches de P. gingivalis dans la croissance planctonique et dans un biofilm sur une seule espèce.
Méthodes
souches de Porphyromonas gingivalis
souches
Vingt P. gingivalis de la collection de souches du Laboratoire de microbiologie orale (Université de Berne, Département de parodontologie) ont été inclus dans les expériences de criblage détermination de la concentration minimale inhibitrice (CMI) des miels. Souches inclus étaient deux souches de laboratoire (ATCC 33277, W83) et 18 accumulées en guise d'isolats provenant d'échantillons de parodontite (BGH40-2, D2-4-3, D5-2-2, J358-1, J361-1, J362-1, J374 -1, J378-1, J424-1, J426-1, J430-1, J435-1, J439-1, M5-1-2, Marl, PL55, PL110, PL126). Dans les expériences de suivi de la souche de type ATCC 33277 et trois autres souches (M5-1-2, Marl, J361-1) ont été utilisés. La sélection était basée sur la différence de morphologie des colonies. formes de contrainte M5-1-2 colonies lisses, Marl les très rudes et les colonies de J361 semblables à celles formées par la souche de type. L'identité a été confirmée par analyse de la séquence d'ADNr 16S.
Toutes les souches ont été maintenues congelées avant les expériences. Ils ont été transférés et cultivées en anaérobiose (10% H 2, 5% de CO 2, 85% N 2) sur Schaedler plaques d'agar (Oxoid, Basingstoke, GB) contenant du sang de mouton 8% 24 h avant Miels à partir des expériences à 37 ° C., leurs composés potentiellement antimicrobiens et la propolis
un local (allemand) multifloral fleurs de miel d'un apiculteur et un miel Nouvelle Zélande Manuka (Manuka Health New Zeeland Ltd, Te Awamutu, Nouvelle Zélande) ont été sélectionnés pour les expériences. Tests de culture des deux miels dans des conditions anaérobies n'a montré aucune croissance microbienne; par conséquent, aucune irradiation gamma a été appliquée. Tous les supports dans les expériences avec du miel contenaient 0,1% (v /v) de Tween 20 pour augmenter la solubilité du miel.
La teneur en peroxyde d'hydrogène a été mesurée au moyen de permanganate de potassium [23] et ceux de méthylglyoxal a été déterminée par reverse- la phase, la Chromatographie liquide à haute performance (HPLC-RP) selon l'une Mavric et al. [14]. Méthylglyoxal et le peroxyde d'hydrogène (les deux de Sigma-Aldrich, Steinheim, Allemagne) ont été disponibles jusqu'à 40% et d'une solution à 30% dans l'eau. La propolis a été obtenu sous la forme d'une dilution éthanolique à 20% d'un apiculteur local. Ainsi, dans tous les essais de propolis expériences, la quantité respective d'éthanol ont été ajoutés.
Détermination des concentrations minimales inhibitrices
Les susceptibilités ont été déterminées par la technique de dilution micro-bouillon étant une technique standard en microbiologie [24]. 17 parties (170 ul chacune) de bouillon de Wilkins-Chalgren (Oxoid) ont été mélangées avec 1 partie de la suspension bactérienne (10 pi) et 2 parties du miel dilué dans du chlorure de sodium à 0,9% (20 pi chacun). Les concentrations finales ont varié entre 1 et 10% (p /v) de miel. De même, les CMI de méthylglyoxal et de peroxyde d'hydrogène ont été déterminées. Les concentrations à tester étaient comprises entre 0,1 et 100 mg /l. On a testé la propolis dans l'intervalle de 20 - 20 000 mg /l. une solution de chlorure de sodium à 0,9% a servi de témoin de croissance. Après un temps d'incubation de 42 h, les CMI ont été déterminées visuellement. Les résultats ont été confirmés par repiquages de chaque 10 pi de bouillon sur des plaques d'agar SCHAEDLER. La CMI a été définie comme étant la plus faible concentration en réprimant la croissance visible.
Single-espèces biofilms
Les souches bactériennes ont été pré-cultivés dans un bouillon Schaedler (Oxoid) ajoutée par 8% des moutons lysées sang pendant la nuit. Afin de déterminer les effets sur un essai de formation de biofilm, les lames ont été placées dans des puits de plaques à 24 puits et ont été couverts avec de la salive artificielle (250 ul chacun) pendant 1 h à 37 ° C pour créer une pellicule. 1 l de la salive (ISO 10993) contenait du chlorure de 0,7 g de sodium, 0,26 g de phosphate disodique, 0,33 g de thiocyanate de potassium, 1,2 g de dihydrogénophosphate de potassium, 1,5 g de carbonate acide de sodium et 1,2 g de chlorure de potassium; Cette solution a été supplémenté avec 4 g porcin de type II, la mucine et 50 g d'albumine. Après l'enlèvement de la salive artificielle, de 1,8 ml de suspension bactérienne ont été transférés dans les puits, suivis par 200 pi de différentes dilutions dans du miel. Les concentrations finales de miel dans le mélange était de 1 et 10% (p /v). Le témoin négatif est une solution de chlorure de sodium à 0,9%. Après 6 heures et 24 heures d'incubation dans une atmosphère anaérobie à 37 ° C, les lamelles ont été enlevées, peu trempé dans une solution de chlorure de sodium à 0,9% pour éliminer les bactéries non adhérentes, puis placés dans d'autres tubes contenant une solution de chlorure de sodium à 0,9%. Les tubes ont été exposés à des ultrasons de 160 W (Sonorex super RK102H, Bandelin, Berlin, Allemagne) pendant 1 min. Après une agitation au vortex pendant 1 minute suivante, le nombre de P. gingivalis
viables ont été déterminés comme des unités formant colonie (UFC) après l'étalement de 100 pi de la suspension sur des plaques de gélose et Schaedler culture.
Plus, les effets de les miels sur un biofilm 42 h-vieux ont été testés. Dans ces expériences, les suspensions bactériennes ont été placées dans les puits après la création de la pellicule artificielle. Quarante-deux heures après le début d'incubation, les surnageants ont été soigneusement enlevées et remplacées par des solutions de bouillon et de miel nutriments. Les concentrations finales utilisées dans ces expériences étaient également 1% et 10% (p /v) de miel. Après un temps d'incubation supplémentaire de 6 h et 24 h, le nombre de bactéries viables ont été déterminées comme décrit ci-dessus.
Dans des expériences de suivi, le peroxyde d'hydrogène et méthylglyoxal ont été testés à la place du miel. Les concentrations finales étaient de 5, 20 et 100 mg /l de peroxyde d'hydrogène et le méthylglyoxal, respectivement. La propolis a été testé aux concentrations finales de 20 mg /l et 200 mg /l.
Toutes les expériences ont été faites trois répétitions indépendantes au moins. L'analyse statistique a été faite par le test t de Student pour échantillons indépendants en utilisant SPSS Statistics v.17.0 (IBM, Chicago, IL). Les échantillons d'essai ont été chacun par rapport aux témoins. Le niveau de signification a été fixé à p & lt; Résultats de 0,05.
contenu de composés potentiellement antimicrobiens
Le miel Manuka contenait 1,87 mg /kg de peroxyde d'hydrogène et les domestiques de miel 3,74 mg /kg. La quantité de méthylglyoxal a été trouvé à être de 2 mg /kg dans le miel domestique et 982 mg /kg dans le miel Manuka.
Concentrations minimales inhibitrices
Dans les essais de criblage, y compris les souches de 20 P. gingivalis la concentration minimale inhibitrice contre 50% des souches incluses (MIC 50) était de 5% pour le miel de l'apiculteur intérieur local et 2% pour le miel Manuka. Le miel domestique n'a pas inhibé la croissance des trois souches jusqu'à 10% du miel, alors que la croissance d'une seule souche n'a pas été supprimée par 10% (p /v) miel de Manuka.
Dans les expériences poursuivies quatre souches ont été inclus . La croissance des souches de P. gingivalis a été inhibée par 10 mg /l de méthylglyoxal à l'exception de la souche de référence (ATCC 33277), où le MIC a été de 100 mg /l du composé. La gamme des MICs de peroxyde d'hydrogène est comprise entre 5 et 20 mg /l. La propolis est inhibitrice de croissance de l'ordre de 20 mg /l (souche M5-1-2) à 200 mg /l (souche Marl) (tableau 1) .Table 1 Les concentrations minimales inhibitrices (CMI) de miels, leur potentiel antimicrobien composants et propolis contre Porphyromonas gingivalis quatre Porphyromonas gingivalis souches
souche
MIC de miels (% p /v)
MIC des composants (mg /l)
MIC de propolis (mg /l)
Manuka
local peroxyde d'hydrogène de méthylglyoxal
ATCC 33277
2
5
10
100
40
M5-1-2
2
5
5
10
20
MaRL
2
10
20
10
200
J361-1
2
5
5
10
40
Effets de miel sur les biofilms de miel inhibé la formation d'une seule espèce de biofilm de P. gingivalis. Six heures après le début des expériences, aucune différence n'a été visible. Au moment de 24 h, les deux types de miel réduit la concentration-dépendante du nombre de bactéries viables. Lorsque la concentration plus élevée de 10% a été utilisé, le nombre de bactéries dans le biofilm (moyenne de toutes les souches) étaient significativement plus faibles (chaque p & lt; 0,05) que chez les témoins sans addition de miel (Figure 1). Figure 1: Effet du miel sur la formation, ainsi que tous les 42 h âgés de biofilms unique de quatre souches de Porphyromonas gingivalis. Le miel de Manuka et un miel local allemand ont été ajoutés en deux concentrations au début de la formation ou sur un déjà 42 h vieux biofilm. Unités formant des colonies ont été déterminées chaque 6 h et 24 h après l'addition des miels (CFU nombres dans biofilm; * p & lt; 0,05; ** p & lt; 0,01 par rapport aux témoins à l'époque respective) Addition des miels. à un 42 h-old biofilm a entraîné également une diminution de la moyenne des comptages des souches de P. gingivalis dans le biofilm 6 h et 24 h après l'exposition (6 h 1% produit localement miel p & lt; 0,05, tous les autres p & lt; 0,01). Les différences entre les deux types de miel ont jamais été important au sein de la même concentration ni dans les expériences testant l'effet sur la formation de biofilm, ni si un biofilm 42 h-old a été étudiée (Figure 1).
Lors de l'analyse des effets dépendants de la souche, les isolats cliniques étaient plus sensibles en comparaison avec la souche de type (témoin). Les différences étaient significatives (p & lt; 0,05) à 1% (p /v) de miel de Manuka 6 h après le début de la formation de biofilm. Dans les expériences testant les effets de Miels sur 42 h-vieux biofilms, 10% du miel Manuka (p & lt; 0,05), ainsi que 1% et 10% du miel produit localement (chaque p & lt; 0,01) a montré une plus forte efficacité antibactérienne sur des isolats cliniques que la référence souche 6 h après l'addition des biofilms existants. 24 h après l'addition des miels aux deux types d'expériences, les différences dépendantes de contrainte ne sont pas visibles plus longtemps (Figure 2). Figure 2 Relations de simples biofilms Porphyromonas gingivalis après addition de miels aux témoins non traités chacun (unités formant colonie).
Effets de méthylglyoxal et de peroxyde d'hydrogène sur les biofilms
L'addition des composés méthylglyoxal et peroxyde d'hydrogène antibactérien n'a pas changé les chiffres CFU de P. gingivalis
au sein de biofilm à tout point de temps, ni dans le biofilm formation des essais, ni dans les expériences en utilisant 42 h âgé biofilm (figure 3). En outre, les différences dépendantes de contrainte ne sont pas détectés (données non représentées). Figure 3: Effet de composés antimicrobiens potentiels de miel sur la formation, ainsi que sur un 42 h-vieux biofilms monospécifiques existantes de quatre souches de Porphyromonas gingivalis. Méthylglyoxal étant le composé antimicrobien potentiel de Manuka le miel et le peroxyde d'hydrogène en tant que composé antimicrobien potentiel de miel local allemand ont été ajoutés en trois concentrations au début de la formation ou sur un déjà 42 h vieux biofilm. Unités formant des colonies ont été déterminées chaque 6 h et 24 h après l'addition des composés (CFU nombres dans biofilm; * p & lt; 0,05; ** p & lt; 0,01 chacune par rapport aux témoins à l'époque respective) de l'effet de la propolis. sur les biofilms
Une concentration de propolis de 20 mg /l réduit les comptages CFU dans le biofilm formant après 24 h (p & lt; 0,05). Aucun effet n'a été constaté en testant la concentration plus élevée de 200 mg /l. L'addition de la propolis à un biofilm 42 h âgé n'a pas changé le nombre de bactéries au bout de 6 heures. Au bout de 24 h, la plus faible concentration de 20 mg /l propolis est efficace pour réduire le nombre de CFU; à nouveau, 200 mg /l n'a pas montré d'effet (Figure 4). La souche la plus résistante était la souche Marl; dans le biofilm formant ainsi dans les 42 h, âgé de biofilm, un nombre plus élevé de CFU ont été trouvées par rapport aux autres souches après 24 h addition de 200 mg /l Propolis (données non présentées). Figure 4: Effet de la propolis sur la formation, ainsi que sur un 42 h-vieux biofilms monospécifiques de quatre souches de Porphyromonas gingivalis. Propolis a été ajouté en deux concentrations au début de la formation ou sur un déjà 42 h vieux biofilm. Discussion de
unités formant des colonies ont été déterminées chaque 6 h et 24 h après l'addition de la propolis (0,01 chacun par rapport à des contrôles au moment respectif CFU compte au sein de biofilm; * p & lt; 0,05; **; p & lt). le miel agit antibactérienne contre les souches de P. gingivalis, l'effet est d'être plus prononcé pour le miel Manuka par rapport à un miel de l'apiculteur produit localement. Les valeurs de CMI obtenues sont de l'ordre ou inférieurs à ceux rapportés pour d'autres espèces. . E.g
, 10-50% de miel étaient inhibitrice de croissance contre plusieurs entérobactéries et les staphylocoques, les différents types de miel ont montré que de faibles différences d'efficacité antimicrobienne [25-27]. Contradictoire sont les résultats concernant les microbes oraux. Dans une étude de CMI de 12,5 à 25% ont été déterminées contre les streptocoques oraux [25], tandis que d'autres ont trouvé 0,1% de croissance inhibitrice contre les streptocoques oraux et anaérobies [28] de miel contient différents composés antimicrobiens.. Dans cette étude, le peroxyde d'hydrogène et méthylglyoxal ont été testés séparément. Le contenu de méthylglyoxal au sein de miel de Manuka était près de 1 g /kg, légèrement supérieur à celui déterminé par d'autres [29, 30]. Après des MICs des miels et méthylglyoxal, ce composé pourrait être responsable de l'activité antimicrobienne du miel Manuka contre les souches de P. gingivalis planctoniques. La teneur en peroxyde d'hydrogène a été plus élevée dans le miel domestique que dans le miel Manuka. D'autres ne trouvent pas tout peroxyde d'hydrogène dans le miel de Manuka [30]. Mais une autre étude où l'efficacité antimicrobienne a diminué lorsque le peroxyde d'hydrogène a été retiré du miel de Manuka implique également une teneur de cette substance dans le miel. Nos résultats obtenus par une méthode largement utilisée pourrait être fausse influencé positivement par des composés organiques du miel [23]. Néanmoins, les concentrations mesurées de peroxyde d'hydrogène dans les deux types de miel ont été beaucoup trop faible pour une action antimicrobienne contre les souches de P. gingivalis inclus dans notre étude. Mais il est intéressant, la souche présentant la plus grande résistance contre le peroxyde d'hydrogène est également moins sensible au miel produit localement. Un autre composé antimicrobien potentiel pas étudié dans le miel est le sucre, mais il exerce pas ou antibactérien effet limité [25, 26]. De plus, d'origine naturelle peptides antimicrobiens pourraient contribuer à l'efficacité antimicrobienne des miels, récemment une défensine d'abeille a été découverte dans une médicale (source Revamil®) miel [30]. En outre, un effet de diminution du pH ne peut pas être totalement exclu que 10% de miel réduit le pH d'environ pH 0,3, tel que mesuré dans du bouillon. Propolis agit antibactérienne contre différents anaérobies oraux parmi eux P. gingivalis
[31]; MICs de propolis contre P. gingivalis
ATCC 33277 ont été signalés dans deux études comme étant entre 64 et 512 mg /l (différents types de propolis originaires du Brésil et de la Turquie ont été testés) [32, 33]. Dans notre étude, un seul type de propolis provenant d'une région de plaine en Allemagne caractérisé par un climat tempéré a été inclus. MIC contre P. gingivalis
ATCC 33277 a été jugée légèrement inférieure à celle constatée auparavant. CMI contre les isolats cliniques ne sont pas uniques; la plage était 20-200 mg /l
biofilms sont connus pour être plus résistant aux antimicrobiens que la croissance des bactéries planctoniques;. les antibiotiques sont 100 fois moins sensible contre P. gingivalis
en biofilm [34]. Par conséquent, les miels, y compris ses composés potentiellement antimicrobiens ont également été testés sur le biofilm d'un P. gingivalis. Le modèle utilisé était simple en utilisant la salive artificielle pour simuler les conditions orales. Mais il faut noter que la plaque dentaire représente un biofilm beaucoup plus complexe hautement organisée [35, 36] comprenant jusqu'à 7000 au niveau des espèces phylotypa [37], dans laquelle la communication se produit à l'intérieur de différentes espèces [38]. Ici, nous avons voulu montrer un effet potentiel sur un biofilm formant représentant la situation in vivo après une rupture mécanique d'un biofilm et sur un biofilm 42 h-old. L'efficacité du miel et de ses composés sur les biofilms de P. gingivalis a été limitée. Ni une éradication complète d'un biofilm 42 h-vieille, ni une prévention totale d'une formation de biofilm a été montré. Seulement 10% des deux types de miel, ainsi que 20 mg /l propolis ont été en mesure de réduire les comptages CFU au sein de biofilm 24 h après début de la formation de biofilm. De façon surprenante, les effets du miel ont été plus remarquable sur un biofilm 42 h âgé. Dans notre étude, l'action de particulier le miel Manuka contre les biofilms de P. gingivalis semble être non seulement en raison d'un effet bactéricide de méthylglyoxal tel quel était elle-même non efficace dans ces conditions. Une interaction potentielle avec la capsule de P. gingivalis peut jouer un rôle dans la perturbation biofilms suggérées par la constatation que, contrairement à la plupart des isolats cliniques les plus résistants ATCC 33277 souche est caractérisée par le manque de formation capsule [39, 40]. Récemment, il a été signalé que près de 25 - 50% de miel étaient bactéricide à S. aureus
y compris les souches résistantes à la méthicilline et nuit biofilm mono-espèces de Pseudomonas aeruginosa, contrairement à la plupart des antibiotiques qui ne montrent tout effet [41]. Une autre étude a révélé 6-12% de miel de Manuka et 12-25% d'un miel de forêt norvégienne préventive dans la formation de biofilm de staphylocoques et gram-négatives aérobies [42]. Une seule étude a examiné l'effet de méthylglyoxal sur la formation de biofilm, 1,05 mg /ml méthylglyoxal était bactéricide contre 30 h-vieux biofilms
S. aureus [29]. Fait intéressant, cette valeur était également plus élevé que celles mesurées dans son miel respective [29] impliquant que méthylglyoxal est pas le seul composé bactéricide agissant. Dans ces études, les concentrations testées de miel et de méthylglyoxal étaient plus élevés que dans les essais nôtre. Nous devions nous assurer des conditions de croissance appropriées de P. gingivalis
qui exigeait une quantité suffisante de milieux nutritifs. En outre, dans la cavité buccale, un effet de dilution par la salive et le débit gingival doit être pris en considération. Néanmoins, des études ultérieures devraient tester des concentrations aussi élevées de méthylglyoxal.
Dans les expériences utilisant propolis, un effet inhibiteur que dans la concentration de 20 mg /l a été trouvé, la concentration testée plus élevée de propolis n'a pas eu d'effet sur les chiffres de bactéries viables au sein de biofilms. Probablement l'effet limité de la propolis est non seulement en raison des actions antimicrobiennes directs. Propolis interagit négativement avec l'adhérence et la formation de biofilm S. aureus en inhibant les facteurs de virulence à faible concentration [43].
En plus de son activité antibactérienne, les effets immunmodulatory de miel ont été décrits. Le miel stimule la libération de cytokines pro-inflammatoires à partir des monocytes [44], l'expression de l'ARNm de TGF-β comme favorisant la cicatrisation des blessures de cytokines est régulée positivement [45]. Propolis n'a pas de cytotoxicité élevée contre les cellules du ligament parodontal [46]. Il supprime la synthèse de cytokines inflammatoires, alors que le TGF-β1 est augmentée [47].
Dans une étude in vitro, on a montré que la chlorhexidine agit plus antibactérienne que le miel [48]. Cependant, l'adjonction de miel ou de ses composants comme des produits naturels pour bains de bouche, des pâtes dentifrices peut être examinée comme une option avantageuse dans la prévention et le traitement de la parodontite. Une irrigation sous-gingivale avec propolis extraxt amélioré les paramètres cliniques et réduit les chiffres de P. gingivalis
[22]. Dans une étude pilote, y compris les patients atteints de gingivite, l'utilisation d'une gomme à mâcher contenant du miel de Manuka réduit les variables inflammatoires et la plaque-score par rapport à un chewing-gum sans miel [19].
Conclusions
En conclusion, le miel particulier le miel de Manuka agit croissance inhibitrice sur P. gingivalis
comme periodontopathogen majeur.
Cet effet sur les bactéries planctoniques, mais pas au sein de biofilm est basé sur le principe méthylglyoxal. Le miel peut détruire les biofilms contenant P. gingivalis
. Par conséquent, une addition de miel ou de ses composés dans les produits de soins de santé orale peut avoir un potentiel dans la prévention et le traitement de la parodontite. D'autres études sont nécessaires pour vérifier spécifiquement l'effet de miel et de ses composés sur les espèces buccales associées à la parodontite
. Déclarations de reconnaissance
Nous sommes reconnaissants à Claudia Ranke (hôpital universitaire de Iéna) pour une excellente assistance dans l'exécution de l'en des essais in vitro. Les auteurs tiennent à remercier Wilfried Dolz et Martin Kramesberger pour nous fournir le miel de l'apiculteur local et la propolis. Juergen W. Einax '(Université de Iéna) des conseils utiles pour la détermination de la teneur en peroxyde d'hydrogène dans les miels sont très appréciés. Nous sommes redevables Richard Miron (Université de Berne) pour les corrections linguistiques et Walter Bürgin (Université de Berne) pour des conseils statistiques. Cette étude a été financée institutionnellement. Aucun financement externe n'a été fournie.
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Les auteurs déclarent qu'ils avoir aucun conflit d'intérêts. les contributions de
auteurs
SE ont participé à la planification et la conception de l'étude, ainsi que dans l'analyse des données. GS a effectué les travaux de laboratoire de microbiologie. JK a participé à la conception de l'étude et l'analyse des données. JA et TH effectué une analyse des miels. WP a participé à la planification et la conception de l'étude. Tous les auteurs ont participé à la rédaction du manuscrit; ils ont lu et approuvé le manuscrit final.
