Background
Résumé Avec la demande croissante pour les implants en titane ostéointégrés pour remplacer les dents manquantes, souvent en les patients ayant des antécédents de parodontite, les infections liées aux implants sont devenus un sujet de préoccupation croissante. De nouvelles méthodes pour traiter et prévenir les infections des implants associés sont nécessaires d'urgence. Le but de cette étude était d'examiner si différentes propriétés pH, l'atmosphère et la surface pourraient limiter l'adhérence des bactéries aux surfaces de titane utilisés dans les implants dentaires.
Méthodes
disques en titane avec (TiUnite ™) surface usinée ou anodisé ont été incubés avec un co-culture de Streptococcus mitis
et Actinomyces oris
(premiers colonisateurs de surfaces par voie orale) à un pH de 5,0, 7,0 et 9,0 à l'atmosphère aérobie ou anaérobie. L'adhérence a été analysée par comptage de formation de colonies (CFU) sur les unités d'agar et par microscopie confocale à balayage laser (CLSM). Résultats de l'analyse
UFC ont montré qu'un pH de 5,0 a été constaté une diminution significative de l'adhérence de S. mitis,
et une atmosphère aérobie, l'adhérence de A. oris
. S. mitis
a été trouvé dans beaucoup moins de quantités sur la surface anodisée à la surface usinée, tandis que A. oris
a été trouvé en quantités égales sur les deux surfaces. L'analyse de CLSM a confirmé les résultats de la CFU comptent et fourni des informations supplémentaires sur la façon dont les deux espèces commensales orales adhèrent aux surfaces:. Principalement en grappes dispersées orientées avec les bosquets de la surface usinée et les pores de la surface anodisée
Conclusions
adhérence bactérienne par S. mitis
et A. oris
peut être limité par le pH acide et atmosphère aérobie. La surface anodisée a réduit l'adhérence de S. mitis
par rapport à la surface usinée; alors que A. oris
adhère aussi bien aux pores de la surface anodisée et aux rainures de la surface usinée. Il est difficile de transférer ces résultats directement dans une situation clinique. Cependant, il est utile d'examiner davantage ces résultats dans une perspective in vitro, ainsi que sur le plan clinique, pour obtenir plus de connaissances sur le pH acide des effets et de l'atmosphère aérobie avoir sur l'adhésion bactérienne initiale.
Mots-clés
implants dentaires d'adhérence bactérienne Peri maladie -implant microscopie confocale à balayage laser électronique matériel supplémentaire
La version en ligne de cet article (doi:. 10 1186 /1472-6831-13-4) contient du matériel supplémentaire, qui est disponible pour les utilisateurs autorisés
. Contexte
avances en implantologie dentaire au cours des 20 dernières années ont permis de fournir un plus grand nombre de patients avec des implants dentaires ostéo-intégrés avec succès. [1, 2]. Cependant, avec le passage de principalement le traitement des patients totalement édentés aux patients manquant un ou quelques dents, souvent en raison de la parodontite, les infections bactériennes liées aux implants sont devenus un sujet de préoccupation croissant [3-5]. Les bactéries colonisent les poches parodontales peuvent se propager aux tissus péri-implantaire et une partie de l'implant exposé, et peuvent déclencher une réponse inflammatoire dans le tissu péri-implantaire [6]. Une inflammation du tissu mou entourant l'implant peut perturber la liaison étanche entre la muqueuse et le pilier de l'implant. Cela permettra à l'adhésion bactérienne sur la surface lisse de la butée et, si elle est exposée à la surface rugueuse de l'implant [7, 8]. Si non traitée avec succès, l'inflammation peut éventuellement conduire à une dégradation de l'os de l'implant de support, entraînant une perte de l'implant. Traitement de la maladie péri-implantaire aujourd'hui comprend souvent un nettoyage mécanique approfondi de la surface de l'implant et l'utilisation d'antibiotiques systémiques, cependant, il n'y a aucune garantie d'un résultat positif [9, 10].
L'adhérence initiale des bactéries à l'implant exposé les pièces seront influencées par des variations de l'environnement buccal. Le pH et le niveau d'oxygène dans la cavité buccale varient en fonction d'un certain nombre de facteurs, y compris l'apport alimentaire, santé bucco-dentaire et l'emplacement dans la bouche, à savoir l'air exposée surface de la dent par rapport à l'oxygène privé gingival poche. [11]. bactéries orales, telles que Streptococcus mitis
et Actinomyces oris
(formely naeslundii
génotype II), sont normalement trouvés dans la marge de la crevasse gingivale exposées à l'air, et sont continuellement rincée par la salive avec un pH neutre de 7. Cependant, avec l'augmentation de la charge bactérienne de l'environnement local devient plus acide en raison de la production bactérienne d'acide lactique [12]. En outre, l'inflammation dans le tissu mou implant entourant conduit à une production accrue de l'légèrement alcalin gingival fluide crevasse [13], et un approfondissement de la poche péri-implantaire [10, 14]. Avec l'approfondissement de la poche gingivale, la saturation en oxygène du fluide de crevasse diminue [15]. Un grand nombre des études publiées dans la littérature ont été concentrés sur l'effet de l'acidification sur la cariogènes Streptococcus mutans
[16, 17], et sur son adhésion à l'hydroxyapatite, une biocéramique similaire au composant minéral de l'os et des dents [18]. Un pH acide de 4,5 a été montré pour réduire l'adhésion de S. mutans à ce membre hydroxyapatite, tandis qu'un pH de 6,0 a été rapporté pour avoir un effet similaire sur la capacité de A. oris
à adhérer [19] . Cependant, aucune recherche étendue a été menée sur l'effet de l'acidification sur l'adhésion bactérienne à la surface des implants en titane et des culées, ni a pour effet de pH alcalin sur l'adhérence bactérienne été soigneusement étudiée, bien que de nombreuses solutions d'irrigation antimicrobienne et les gels ont un pH alcalin [20, 21]. En outre, la plupart des enquêtes ont été effectuées en utilisant une monoculture. Compte tenu de la complexité de la communauté microbienne de la cavité buccale, l'utilisation de deux bactéries dans une co-culture pourrait fournir des informations supplémentaires importantes.
Afin de prévenir les infections liées à l'implant et d'améliorer les options de traitement, plus de connaissances sur des bactéries adhérence sur des surfaces d'implants, par exemple l'influence des propriétés de surface et les conditions environnementales, est cruciale. Le but de cette étude était d'étudier l'effet du pH 5,0, pH 7,0 et 9,0 en combinaison avec une atmosphère aérobie ou anaérobie, sur l'adhérence bactérienne initiale d'une co-culture de S. mitis
et A. oris
les deux surfaces usinées en titane anodisé; et analyser si les caractéristiques de la surface de l'implant affecte l'adhérence bactérienne initiale. S. mitis
et A. oris
sont les deux anaérobies facultatives qui peuvent survivre dans un milieu aérobie, mais ils ont un potentiel de croissance supérieur dans des conditions anaérobies. Notre hypothèse est donc que l'adhérence bactérienne est limitée par un milieu aérobie et à la fois par un pH acide et alcalin. En outre, alors que les surfaces rugueuses facilitent l'adhérence des bactéries habituellement, la surface anodisée a une couche d'oxyde de titane, principalement uniforme de la phase cristalline anatase, qui est connu pour avoir des propriétés anti-microbiennes [22, 23]. Ainsi, nous supposons en outre que moins de bactéries devraient adhérer à la surface anodisée que de la surface de titane usinée.
Méthodes
disques de titane
disques de titane commercialement pur (diamètre de 15 mm) avec soit un usinée ou anodisé (TiUnite ™) surface ont été utilisés (voir la figure 1). Les disques à surface usinée a une épaisseur de 1,0 mm et les disques avec surface anodisée a une épaisseur de 1,7 mm. Tous les disques ont été produits, nettoyés, stérilisés et livrés dans de l'éthanol par Nobel Biocare AB. La rugosité de surface moyenne (S
a) des disques a été mesurée à Nobel Biocare AB après la production, sur une zone de 88 × 76 um par microscopie d'interférence à l'aide du logiciel de cartographie de surface Mapview EX et un passe-haut gaussien 50 × 50 pm filtre. S une valeur (± écart-type) a été trouvée être de 0,48 ± 0,04 pm pour la surface usinée et de 1,26 ± 0,09 pm pour la surface anodisée, ce qui correspond aux valeurs indiquées dans la littérature pour des implants équivalents [24, 25]. S une valeur a été obtenue en calculant la moyenne arithmétique des valeurs absolues des écarts de surface, mesurée à partir d'un plan moyen dans la zone de prélèvement [26]. Le filtre gaussien a été appliqué afin de séparer la rugosité de l'ondulation et la forme de la surface [25]. Le S a été mesurée pendant au moins 2 emplacements par triplicata de chaque surface. Figure 1 par microscopie électronique à balayage (MEB) des images de (a) et anodisé (b) du titane des surfaces usinées, fournies par Nobel Biocare AB. Préparation de la surface usinée est relativement lisse avec une orientation distincte des irrégularités de surface (anisotropes), tandis que la surface anodisée est rugueuse avec une structure homogène (isotrope). Inoculums de
Le début des colonisateurs S. mitis
(CCUG 27741) et A. oris
(CCUG 33517), à l'origine dérivé de la plaque dentaire humaine (Culture Collection, Université de Göteborg, Suède), ont été cultivées sur des plaques de gélose au sang de cheval. cultures de la nuit des deux bactéries ont été incubées séparément pendant 19 heures dans le cœur du cerveau (BHI) moyen, 37 gl -1 (Difco Laboratories, Detroit, Michigan, USA) additionné de glucose, 10 gl -1, chlorhydrate de cystéine, 0,5 gl -1 (VWR international, Stockholm, Suède), extrait de levure, 5 gl -1 (Difco Laboratories, Detroit, Michigan, États-Unis) et le cheval inactivé sérum 1% (Fisher Scientific, Göteborg , Suède). Le 50/50 co-culture (10 6 CFU ml -1) de S. mitis
et A. oris
, dans le nouveau bouillon BHI supplémenté, a été préparé directement avant l'utilisation. Les plaques de gélose et cultures d'une nuit ont été incubés dans un bocal anaérobie à 37 ° C avec du CO 2GEN (Oxoid, Malmö, Suède) pour créer une atmosphère riche en dioxyde de carbone (CO 2, 6%) et pauvre en oxygène (O 2, 15%). Le sérum et de protéines supplémentaire lorsque ajouté au milieu pour imiter le fluide de crevasse gingivale et pour former une couche de protéines sur les surfaces de titane, comme la pellicule formée sur les surfaces buccales dures.
Durée de la phase de latence bactérienne et une adhérence initiale The retard durée de la phase (LPD) de S. mitis
et A. oris,
en mono et co-culture, a été mesurée. Les bactéries ont été cultivées dans du bouillon BHI additionné, à pH 7,0, à 37 ° C dans une atmosphère modifiée (CO 2, 6%; O 2 15%), comme décrit ci-dessus. Sept échantillons ont été prélevés à des intervalles pendant une période d'incubation de 4 heures. Les échantillons ont été dilués de manière appropriée et étalées sur des plaques de gélose à l'unité de formation de colonies (UFC) de comptage, après une incubation à 37 ° C dans une jarre anaérobie pendant deux jours, comme décrit ci-dessus. Le LPD a été déterminée en ajustant le modèle de Baranyi et Roberts [27] pour les courbes de croissance en utilisant le MicroFit freeware 1.0 (Institute of Food Research, Norwich, Royaume-Uni).
L'adhésion initiale de S. mitis
et A . oris,
en mono et co-culture, après 2,0 heures d'incubation à pH 7,0 sous atmosphère modifiée (cO 2, 6%; O 2 15%) a été mesurée. Les disques de titane éthanol stérilisé avec une surface usinée et anodisé ont été placés dans une plaque de microtitrage à 12 puits et on fait incuber dans 2,0 ml de bouillon BHI supplémenté (pH 7), ensemencé avec les deux bactéries à une concentration de 10 6 UFC ml -1 de chaque bactérie dans unique, ainsi que dans la co-culture. L'incubation a été réalisée sur un agitateur orbital (80 tours par minute, rpm) à 37 ° C. Les mesures ont été répétées deux fois.
Conditions d'incubation pour l'adhésion bactérienne
bouillon BHI supplémenté avec un pH de 5,0, 7,0 ou 9,0 a été inoculés avec S. mitis
et A. oris
à une concentration de 10 6 CFU ml -1 de chaque bactérie. Les disques de titane usinées et anodisées ont été placés dans une plaque de microtitrage à 12 puits comme décrit ci-dessus, couverte par 2,0 ml de bouillon BHI inoculé de pH différent et on fait incuber dans une atmosphère aérobie ou anaérobie. L'incubation a été effectuée à 37 ° C sur un agitateur orbital (80 rpm) pendant 2,0 heures. Les expériences avec toutes les combinaisons de pH, l'atmosphère et la surface ont été réalisées au moins six fois, à des occasions distinctes.
Les valeurs de pH (5,0 et 9,0) ont été choisis pour représenter les fluctuations du pH de l'environnement qui se produisent dans la bouche en fonction sur place dans la plaque dentaire, la prise alimentaire et de la santé bucco-dentaire. Le pH des gammes de salive entières de 6,75 à 7,25 [28], et à pH 7,0 a donc été utilisée comme référence. Le pH du bouillon BHI supplémenté a été ajusté avec du HCl ou du NaOH avant la stérilisation (à 121 ° C pendant 15 minutes) et a également analysé après stérilisation pour détecter si une déviation par rapport à la valeur spécifiée avait eu lieu. Lorsqu'elles sont stockées en aérobiose pendant un minimum de 24 heures à 5 ° C, le bouillon BHI supplémenté, a atteint un taux de saturation en oxygène dissous d'environ 80%, qui a été utilisé pour représenter le milieu aérobie de la marge gingivale. L'environnement privé d'oxygène dans le sillon gingival et la plaque mature a été simulé en rinçant le bouillon avec de l'azote pendant deux minutes directement avant l'utilisation, pour réduire la saturation en oxygène dans le bouillon de 80% à 20%. L'incubation a été réalisée dans un sac mélangeur fermé (VWR International, Stockholm, Suède) équipé d'une membrane à travers laquelle l'air a été extraite avec une seringue et remplacée par de l'azote. Cela a été fait afin d'éviter la saturation en oxygène dans le bouillon à augmenter au cours de la mesure de l'expérience. La saturation en oxygène du bouillon BHI a été mesurée à la température ambiante avec un compteur d'oxygène (Oxi 340i) équipé d'une électrode à l'oxygène gazeux (CellOx 325) (tous deux de WTW, Weilheim, Allemagne) à trois reprises, avant l'expérience. La saturation en oxygène du bouillon BHI a été trouvé diminuer à 20% après 1 minute de rinçage à l'azote et n'a pas diminué de plus, bien que rincée pendant 20 minutes. Ainsi, un temps de 2 minutes a été choisie pour les expériences.
Dénombrement des bactéries adhérées
Après incubation, chaque disque de titane a été rincé à l'eau distillée stérile pendant 10 secondes pour éliminer les bactéries non respectées. Le disque a ensuite été placé dans un sac en plastique de mélangeur (VWR International, Stockholm, Suède) avec 42 ml d'eau peptonée tamponnée stérile (NaCl à 0,85% et 1% Peptone) (Difco Laboratories, Becton Dickinson, Stockholm, Suède) et traité dans un stomacher comme décrit par Gagnon et Slawson [29] avec 500 coups par minute pendant 60 secondes, afin d'éliminer mécaniquement les bactéries adhérentes à partir du disque de titane.
la solution d'eau peptonée contenant les bactéries isolées a été dilué à 1:10, réparties sur le sang des plaques de gélose et incubées comme décrit ci-dessus pour le comptage de CFU. Les colonies formées par les deux bactéries diffèrent dans la morphologie des colonies, et en ce qui concerne la taille, la couleur et la forme permettant l'UFC des deux bactéries comptées séparément. La quantité totale de bactéries sur les disques après 2,0 heures d'incubation peut être calculée en comptant le CFU sur gélose et divisée par la surface des disques exposés à la bactérie. Etant donné que le disque a été placé sur le fond d'un puits de microtitrage, seules de très petites quantités de bactéries se sont avérées adhérer à la face inférieure du disque (données d'analyse en microscopie non représentée proportionnellement au côté supérieur et des bords. Sur cette base, la bactéries qui adhèrent au fond du côté a été jugé ne pas affecter la comparaison globale, et seule la surface supérieure et le côté du disque ont été inclus dans le calcul de la zone. Bien que, la surface anodisée a été suggéré d'avoir une zone de 95% de plus d'une surface plane idéale, [24], il a été considéré comme de plus la pertinence clinique pour calculer la surface au niveau de mm, en prenant en compte l'augmentation de la surface au niveau de la surface anodisée um en raison de la surface structurée.
techniques de la microscopie des disques en titane ont été incubées avec la co-culture bactérienne comme décrit ci-dessus, colorées avec 10 ul, LIVE /DEAD® (1% dans de l'eau distillée stérile) (Molecular Probes, Stockholm, Suède) et incubées dans l'obscurité pendant 20 minutes. L'adhérence bactérienne a été analysée par microscopie confocale à balayage laser (CLSM) avec un microscope inversé (Leica DM IRE2, Leica Microsystems, Mannheim, Allemagne) équipé d'un objectif de glycérol d'immersion avec un grossissement de 63 fois et une ouverture numérique de 1,3. Les fluorochromes indiquant cellules vivantes et mortes ont été excités par la lumière 488 et 594 nm, respectivement. La lumière émise a été recueillie dans les gammes de longueurs d'onde 500-554 nm et 620-660, le premier (vert), indiquant des cellules viables et le second (rouge) des cellules non viables. S. mitis
et A. oris
pourraient être visuellement séparés par leur différence de cellules et colonies de morphologie (cocci et la tige et les grappes de chaînes, respectivement). Les échantillons ont été préparés et analysés en double à deux reprises. La résolution de toutes les images est de 0,12 um par pixel.
La quantité de bactéries collées sur le fond du côté des disques de titane après 2,0 heures d'incubation a été analysée par coloration des surfaces avec Live /DEAD® comme décrit ci-dessus et leur imagerie avec un microscope à fluorescence (Axioskop, Carl Zeiss, Oberkochen, Allemagne). Les surfaces ont été imagées après stomaching (1 min) pour vous assurer que les bactéries adhérentes ont été éliminées de manière satisfaisante. Cet examen a été effectué sur des doubles de chaque surface, on incubé à un pH de 5,0 et l'autre à pH 7,0, à 37 ° C et sous atmosphère modifiée (CO 2, 6%; O 2 15%).
l'analyse statistique
test de Levene d'égalité des variances d'erreur a été utilisé pour établir que le logarithme (base 10) du nombre de bactéries adhérant aux disques de titane usinées et anodisées (log CFU mm -2) avait un groupe homogène variance. Comme il a été démontré être le cas, à trois voies d'analyse de variance (ANOVA) a pu être réalisé pour analyser statistiquement l'effet du pH 5,0 et 9,0 par rapport à pH 7,0 combiné à l'atmosphère aérobie ou anaérobie sur l'adhérence de S. mitis
oris et A. Emploi de co-culture sur des surfaces de titane usinées et anodisé. Les effets de surface, le pH et l'atmosphère sur le nombre de S. mitis adhéré
et A. oris
(log CFU mm -1), en co-culture, ont été analysés. test t de Dunett a été utilisé pour comparer l'effet du pH 5,0 et 9,0 par rapport au pH 7,0. Comme les autres facteurs (l'atmosphère et de la surface) avaient seulement deux niveaux, aucun test post hoc a été nécessaire. Toutes les analyses a été effectuée dans la version SPSS Statistics 17.0 et le critère de signification statistique a été fixé à a = 0,05 (à savoir des comparaisons de rendu d'une p-valeur inférieure à 0,05 sont considérés comme de la signification statistique). Les facteurs étudiés ont influencé l'adhésion de S. mitis
et A. oris
différemment. Résultats de Toutefois, étant donné que les bactéries étaient dans une co-culture, ils ne pouvaient pas être considérés comme indépendants les uns des autres, et aucune analyse statistique de la différence entre les deux bactéries a été effectuée.
durée de la phase de latence bactérienne et adhérence
La durée de la phase de latence de A. oris
a été trouvé pour être 2,4 heures en mono et co-culture (données non présentées). Le LPD de S. mitis
a été trouvé pour être 3,0 heures en monocultures et 2,8 heures en co-culture. Après 3-3,5 heures, coïncidant avec la phase logarithmique de S. mitis
, la phase de latence de A. oris
en co-culture a été trouvée être dérangé, avec une diminution du nombre de cellules viables en tant que résultat. Etant donné que le but de l'étude était d'étudier l'adhérence initiale des bactéries et non pas la croissance sur la surface ou la compétition entre les deux bactéries en co-culture, un temps d'incubation de 2,0 heures a été choisie pour les expériences. Le plus l'adhérence du S. mitis
et A. oris,
en co-culture, incubé pendant 2,0 heures à des conditions optimales (pH 7,0, 37 ° C, cO 2: 6%, O 2: 15 %) a été mesurée. S. mitis
a été trouvé à adhérer aux surfaces de titane usinées et anodisées en des quantités de 2,3 ± 0,14 et 2,0 ± 0,039 log UFC mm -2, et A. oris
en des quantités de 1,9 ± 0,55 et 1,8 ± 0,26 log UFC mm -2, respectivement. Etant donné que 2,0 heures d'incubation a été jugée suffisante pour l'adhérence bactérienne, les expériences ont été poursuivies
réalisées avec le même temps d'incubation, mais à un pH et une atmosphère différente. Les effets des facteurs environnementaux sur l'adhérence bactérienne
Le pH acide 5.0 a été trouvé pour réduire l'adhérence de S. mitis
aux surfaces de titane de 50% par rapport à un pH de 7,0 (voir la figure 2), alors que le pH n'a eu aucun effet sur l'adhérence de A. oris
. En outre, l'adhérence des deux bactéries a été trouvée ne pas être affectée par une incubation à un pH de 9,0 par rapport à pH 7,0. La figure 2 Effets du pH de l'environnement (5,0, 7,0 et 9,0) et des conditions aérobies ou anaérobies sur l'adhérence de S. mitis et A. oris en co-culture après une incubation de 2,0 heures. Statistiquement significatif moins respecté, S. mitis
a été trouvée après incubation à un pH de 5,0 à un pH de 7,0 et de A. oris
après incubation à milieu aérobie par rapport à l'environnement anaérobie.
La figure 2b montre que la quantité de A. oris
adhéré aux deux surfaces de titane se sont révélés être significativement plus élevé après incubation dans un milieu anaérobie que dans un environnement aérobie. L'adhérence de S. mitis,
d'autre part, a été trouvée ne pas être affectée par l'atmosphère aérobie, et a été trouvée en quantités égales après une incubation à la fois dans des environnements anaérobies et aérobies. La quantité de S. mitis, a trouvé sur la surface anodisée était la moitié de celle trouvée sur la surface usinée (voir Figure 3), qui était d'une signification statistique. A. oris
a été trouvé à adhérer en quantités égales sur les deux surfaces. Les chiffres exacts de l'adhérence comme affecté par les facteurs principaux sont présentés dans le Tableau 1. Figure 3: Effet des propriétés de surface sur l'adhérence de S. mitis et A. oris en co-culture au titane après 2,0 heures d'incubation. Statistiquement significatif moins respecté, S. mitis
a été trouvé sur la surface anodisée que la surface de titane usinée.
Tableau 1 Le nombre moyen de bactéries adhérées (log UFC par mm 2 ± SEM) pour le disque de titane, tel que modifié par surface, le pH et l'atmosphère, sont présentés pour chaque de la surface de S. mitis et A. oris
pH
Atmosphere
bactéries
usinée Ti
anodisée Ti
5.0
7,0
9,0
anaérobique
Aerobic
S. mitis
1,55 ± 0,12
0,81 ± 0,07
0,68 ± 0,08
1,39 ± 0,14
1,47 ± 0,13
1,22 ± 0,11
1,14 ± 0,12
p
0,001 *
0,001 *
0,483
A. oris
1,67 ± 0,07
1,81 ± 0,05
1,64 ± 0,08
1,76 ± 0,08
1,84 ± 0,052
1,90 ± 0,05
1,59 ± 0,06
p
0,065
1.106
0,001 *
les disques sont incubés avec les bactéries dans la co-culture mais CFU pour les deux bactéries sont séparées par leur différence de morphologie des colonies. Le nombre de CFU comme affecté par la surface, le pH et l'atmosphère a été analysée avec ANOVA et les résultats pour les principaux facteurs présentés dans ce tableau. Les valeurs de p indiquant différence significative sont marqués avec *.
En outre, des effets importants (et statistiquement significative) interaction n'a été observée entre le pH et la surface. L'adhérence de S. mitis,
en co-culture avec A.
oris, est réduite sur les deux surfaces après une incubation à un pH de 5,0, comparativement à une incubation à pH 7,0. Cette réduction est statistiquement plus importante pour l'adhérence au titane anodisé usiné de titane, qui a une faible adhérence de S. mitis
également à un pH de 7, comme le montre la figure 4a. En outre, un effet limite a été trouvée pour l'interaction entre l'atmosphère et la surface comme le montre la figure 4b. Le montant déjà faible de S. mitis, a trouvé sur la surface anodisée a été encore réduite par incubation dans des conditions aérobies alors aucune différence dans l'adhérence au titane usiné a été trouvée dépendante de l'atmosphère. Figure 4 Interactions entre la surface, le pH et l'atmosphère affecte tha l'adhésion bactérienne. Le premier chiffre (a) illustre l'effet du pH et des propriétés de surface sur l'adhésion de S. mitis
en co-culture avec A. oris.
L'adhésion de S. mitis
est moins sur les deux surfaces après incubation à un pH de 5,0 à 7,0, la réduction est toutefois statistiquement significative plus importante pour l'adhérence au titane usinée que le titane anodisé. Figure (b) illustre l'effet des propriétés de surface et de l'environnement aérobie ou anaérobie sur l'adhésion de S. mitis
en co-culture avec A. oris
. L'adhérence à la surface anodisée a été trouvée réduite par incubation aérobie alors que l'inverse a été trouvé pour l'adhérence au titane usiné, cette différence est toutefois pas statistiquement significative.
Microscopie analyse
De l'examen visuel de l'ascendante côté des disques de titane après une incubation de 2,0 heures, il était clair que certaines bactéries adhèrent à ce côté. Toutefois, ce montant était faible par rapport à celle sur le côté supérieur, ce qui explique l'exclusion de la partie inférieure du côté de l'analyse. Le même résultat, avec un faible nombre de bactéries restantes, a été trouvée dans l'analyse du côté supérieur des disques après stomaching (données non présentées). Ces résultats confirment que 1 minute d'stomaching est suffisante pour éliminer les cellules adhérentes de la surface anodisée ainsi que l'usinage. En outre, le nombre de bactéries sur les surfaces restant après stomaching était très faible par rapport au nombre de bactéries enlevés et était donc réputé ne pas avoir d'effet sur l'analyse statistique.
CLSM a été réalisée pour obtenir plus d'informations sur la l'adhésion bactérienne sur les surfaces et la viabilité des bactéries fixées. R. oris
a souvent trouvé que les cellules unitaires ou en petites grappes, adhérant aux rainures formées par le procédé d'usinage de la surface usinée; et dans les structures de la surface anodisée, comme on le voit sur la figure 5. S. mitis
a également été trouvé à adhérer aux rainures de la surface en titane usinée (figure 6a), tandis que la structure de la surface anodisée semble entraver l'adhérence de cette bactérie étant donné que les chaînes sont souvent trouvés en partie détachées de la surface (Figure 6b). Les surfaces à la gauche de la figure 5 sont en titane usinée tandis que les bonnes surfaces sont anodisées titane. De plus, les cellules vivantes sont visualisés dans les cellules vertes et mortes apparaissent en rouge. Surfaces a-c ont été incubées dans une atmosphère anaérobie, surface d en atmosphère aérobie. Surfaces c-d ont été incubés à pH 5. Conformément aux résultats ci-dessus décrit, des quantités plus élevées des longues chaînes formées par S. mitis
ont été trouvés sur la surface usinée que sur la surface anodisée, comme illustré par la figure 5a-b. Des quantités égales des deux bactéries ont été trouvés sur la surface usinée après une incubation anaérobie à un pH de 7 (figure 5a), tandis que l'adhérence de S. mitis
sur les deux surfaces a été réduite par l'incubation à un pH de 5, indépendamment de l'atmosphère (figure 5c-d ). Une viabilité élevée des deux bactéries a été observée après incubation à pH 7,0, avec seulement quelques cellules non viables dans les clusters et les chaînes. La quantité de cellules non viables de S. mitis
était, cependant, une plus grande après incubation à pH 5,0 (données non présentées) et le même a été trouvé pour A. oris
après incubation à milieu aérobie (Figure 5d) . Figure 5 confocal à balayage laser des images de microscopie de titane usinée (a, c) et de titane anodisé (b, d) Les surfaces incubé avec une co-culture de A. oris et S. mitis. Les bactéries sont marquées avec DIRECT /DEAD® (Molecular Probes) ainsi la couleur verte indique les cellules vivantes et la couleur rouge indique les cellules mortes. Surfaces a-c ont été incubées anaérobie et aérobie d. Les deux bactéries ont été trouvées dans des quantités égales sur la surface en titane usinée après une incubation anaérobie à un pH de 7 (a), alors que la plupart oris A.
se trouve sur la surface anodisée, après incubation dans les mêmes conditions (b). L'adhérence de S. mitis
sur les deux surfaces a été réduite après une incubation à un pH de 5, indépendamment de l'atmosphère (c, d). Le nombre de cellules viables non (rouge) de A.oris
a été trouvée supérieure après incubation aérobie que anaérobie (d).
Figure 6 confocale images de microscopie à balayage laser de A. oris (petits points distincts et clusters, indiquées par les flèches blanches) et S. mitis (chaînes) ont adhéré à usinée (a) et anodisé (b) des surfaces de titane, après une incubation aérobie à pH 7. Les bactéries sont marquées avec ELS /DEAD® (Molecular Probes) visualisant en direct cellules dans les cellules vertes et mortes en lecture. Tous les auteurs ont lu et approuvé le manuscrit final.
