Contexte
débridement et la désinfection de Résumé du système de canal est une étape cruciale dans les procédures d'endodontie. L'efficacité de l'irrigation dépend à la fois l'action de chasse mécanique et la capacité de irrigants pour dissoudre les tissus et tuer les bactéries. L'objectif de la présente étude est d'évaluer et de comparer la cytotoxicité de solution QMIX ™ de canal d'irrigation sur les cellules souches mésenchymateuses de la moelle osseuse humaine immortalisées (hTERT-MSC-C1) et de la comparer avec celle de l'hypochlorite de sodium (NaOCl).
Méthodes
immortalisées (hTERT-MSCS) ont été exposés à QMIX ™ et NaOCl. La viabilité cellulaire a été évaluée par la 3- (4, 5-diméthylthiazol-2-yl) -2,5-diphényltétrazolium (MTT) et AlamarBlue essais. La morphologie cellulaire a été étudiée au bout de deux heures d'exposition à QMIX ™ et de NaOCl. La microscopie électronique à balayage (MEB) Des analyses ont été effectuées après des périodes d'incubation de 2 et 4 heures. Enfin, le bromure d'éthidium /orange d'acridine (EB /AO) colorant fluorescent a été appliqué à des cellules dans les lames à 8 puits, après avoir été mis en incubation avec les agents d'essai pendant 2 heures, pour détecter des cellules vivantes et mortes. Les observations ont été compilées et analysées statistiquement.
Résultats
QMIX ™ exposition a donné lieu à un pourcentage significativement plus élevé de la viabilité des cellules de NaOCl dans le MTT et alamarBlue essais à trois points de temps par rapport à la commande. L'analyse SEM a montré des changements morphologiques minimales associées aux cellules qui ont été exposées à la solution QMIX ™, avec un faible retrait et la fragmentation de la paroi cellulaire. L'analyse en direct /morts a montré que le nombre de cellules vivantes après l'exposition au QMIX ™ était similaire à celle du témoin non traité. Aucune structure cellulaire n'a pu être observée avec le groupe NaOCl, ce qui indique une lyse cellulaire.
Conclusion
solutions Tant le QMIX ™ et NaOCl étaient toxiques pour les CSP de la moelle osseuse humaine. Chaque solution aurait induit la mort cellulaire d'une autre façon comme en témoigne la viabilité des cellules, des études MEB et fluorescentes. La mort cellulaire induite par plus lente QMIX ™ pourrait donc être moins agressive et plus acceptable pour les tissus vivants.
Mots-clés
cytotoxicité Sodium hypochlorite cellules souches mésenchymateuses QMIX ™ racine irrigants du canal matériel supplémentaire électronique
La version en ligne de cet article (doi:. 10 1186 /1472-6831-14-27) contient du matériel supplémentaire, qui est disponible pour les utilisateurs autorisés
Contexte
le succès du traitement endodontique dépend de l'éradication de microbes du canal radiculaire. système et la prévention subséquente de la réinfection. l'irrigation du canal radiculaire a un rôle clé dans le succès du traitement endodontique. Pendant et après l'instrumentation, irrigants facilitent l'élimination des micro-organismes, des restes de tissus, et des copeaux de dentine du canal radiculaire par un mécanisme de chasse d'eau [1, 2].
Une solution de irrigant de canal idéal doit être non toxique, avec un large spectre antimicrobien et la capacité de dissoudre le tissu pulpaire nécrotique, inactivant endotoxines et soit d'empêcher la formation d'une couche de boue dentinaire ou dissoudre [3, 4]. Actuellement, pas de solution unique est en mesure d'atteindre ces objectifs, et le combiné, l'utilisation concomitante ou séquentielle de deux ou plusieurs solutions d'irrigation est donc nécessaire [5]. L'hypochlorite de sodium (NaOCl) et digluconate (CHX) sont deux agents antibactériens communs utilisés comme irrigants du canal radiculaire [5-7].
Actuellement, l'hypochlorite de sodium (NaOCl) (0,5 à 6,15%) et EDTA (15-17% ) sont les deux irrigants canalaires les plus fréquemment utilisés [5, 8]. Bien que l'hypochlorite de sodium a la plupart des propriétés souhaitables, on peut également produire de cytotoxicité et des réactions inflammatoires sévères [9, 10]. l'acide éthylènediaminetétraacétique (EDTA) est efficace pour éliminer le composant inorganique de la couche de boue dentinaire [11].
Toutefois, en raison des résultats indésirables, une combinaison de ces irrigants est pas conseillé [12-15]. Par conséquent, l'utilisation séquentielle de l'EDTA, CHX et NaOCl a été préconisée par de nombreux chercheurs à produire des résultats optimaux d'irrigation du canal radiculaire [16-18]. Il est impératif que les irrigants du canal radiculaire ne doit pas entraver le processus de guérison de la région apicale. La biocompatibilité de ces matériaux est important, car ils entrent en contact avec les tissus péri-radiculaires.
QMIX ™ est une solution 2-en-1 contenant un agent antimicrobien bisbiguanide (2% CHX) et d'un acide polyaminocarboxylique calcium-chélateur l'agent (17% EDTA) [19]. QMIX ™ a été trouvé pour être efficace pour éliminer la boue dentinaire et possède également des propriétés antimicrobiennes importantes [19-22]. Toutefois, les données relatives à la cytotoxicité de cet agent ne sont pas disponibles. Par conséquent, la présente étude a été menée pour évaluer et comparer la cytotoxicité de la solution d'irrigation QMIX ™ sur les cellules immortalisées osseuse humaine souches mésenchymateuses de la moelle (hTERT-MSC-C1) en utilisant des tests de viabilité cellulaire, l'évaluation de la morphologie des cellules et la microscopie optique de fluorescence; 5,2% NaOCl a été utilisé pour la comparaison.
Méthodes
L'étude a été approuvée par le comité d'examen ministériel du College of Dentistry Research Centre, roi Saud University, les solutions Riyadh. Test de
QMIX ™ 2-in -1 (Dentsply Tulsa Dental, OK, USA) et 5,25% NaOCl (Clorox Co., Oakland, CA, USA) ont été utilisés dans cette étude. les cellules souches mésenchymateuses de la moelle osseuse humaine immortalisées culture cellulaire
(hTERT- MSC-C1), à la 25
e passage, ont été utilisés pour toutes les expériences dans cette étude. Le protocole de Simbula et al. [23] ont été utilisés dans cette étude, avec quelques modifications. Les cellules souches mésenchymateuses de moelle osseuse humaine ont été fournies par le professeur Moustapha Kassem à l'hôpital universitaire d'Odense, Danemark [24]. Les cellules cryoconservés ont été rapidement décongelés, transféré dans un flacon T-75 (BD Falcon ™, NJ, USA) et cultivées dans un milieu de Eagle modifié par Dulbecco (Gibco®), qui a été complété avec de la glutamine (Gibco®), 1% de pénicilline-streptomycine (Gibco®), 10% de sérum bovin fœtal (FBS Gibco®) et 1% d'acides aminés non essentiels (HyClone®), dans une atmosphère humidifiée de 5% de CO 2/95% d'O 2 à 37 ° C. À 70% de confluence, le milieu a été aspiré et les cellules ont été lavées avec une solution saline tamponnée au phosphate. Trois millilitres d'préchauffée 0,05% de trypsine /EDTA (Gibco®) a été ajouté au ballon, et les cellules ont été mises en incubation pendant 1 minute. Après tapotant doucement, le détachement des cellules a été vérifiée sous un microscope optique inversé (Observateur A1, Zeiss®, Gottingen, Allemagne), et a été ensuite ajouté 12 ml de milieu de culture dans le ballon pour neutraliser l'effet enzymatique de la trypsine. Pour le comptage des cellules, deux échantillons (10 ul) ont été prélevés à partir de la suspension cellulaire après un mélange approprié. Les échantillons ont été placés dans les chambres supérieure et inférieure d'une chambre hémocytomètre de comptage Neubauer (Paul Marienfeld GmbH & Co. KG, Lauda-Königshofen, Allemagne), et les cellules ont été comptées manuellement sous un microscope inversé (10X grossissement). Les cellules ont été ensemencées sur des plaques différentes et de diapositives, tel que discuté ci-dessous, pour chaque partie de l'étude. Toutes les procédures ont été réalisées sous un flux laminaire hotte de classe II (LabGard ES 425 Cabinet de sécurité biologique, NuAire®)
. Test de viabilité cellulaire MTT
cellules ont été ensemencées dans des plaques à 96 puits (fond plat clair, Polystyrène TC- traitée à 96 puits) à une concentration de 1 x 10 4 cellules /puits et ont été ensuite mis en incubation pendant 24 heures pour permettre l'adhérence des cellules au fond des puits. Les milieux de culture ont ensuite été aspirés de chaque puits et remplacés par 150 ul de solution stérile (QMIX ™ ou NaOCl). Huit puits ont été utilisés comme répliques pour chaque groupe
Chaque sous-groupe a été incubée pendant les périodes suivantes:. 2, 4 ou 24 heures. Ensuite, 10 ul du réactif MTT (Cayman Chemical Company, Ann Arbor, MI, USA) a été ajouté à chaque puits. Ensuite, les plaques à 96 puits ont ensuite été incubées pendant 3 heures à 37 ° C. Finalement, la solution de chaque puits a été aspiré et 150 ul d'agent de dissolution a été ajouté pour dissoudre le précipité de formazan. L'absorbance de chaque échantillon a été mesurée avec un lecteur de microplaques (Epoch microplaques Spectrophotomètre, BioTek®) à une longueur d'onde de 570 nm. Les données ont été recueillies à l'aide du logiciel d'analyse de données Gen5 (BioTek®, États-Unis). L'expérience a été répétée deux fois pour chaque groupe dans chaque intervalle. Le plus essai AlamarBlue (AB) de la viabilité des cellules
Les mêmes groupes qui ont été utilisés pour le dosage MTT (voir plus haut) ont été utilisées pour le dosage AB avec les mêmes intervalles. Les agents d'essai ont été ajoutés à chaque puits. Après des périodes d'incubation de 2, 4 et 24 heures, 10% de réactif AB (Serotec®, Oxford, Royaume-Uni) a été ajouté à chaque puits. Une fois que les plaques ont été encore incubées pendant 4 heures, la fluorescence de chaque puits a été mesurée à des longueurs d'onde 530/25 et 590/35 nm d'excitation /émission en utilisant un lecteur de fluorescence (BioTek®). Les données ont été recueillies à l'aide du logiciel d'analyse de données Gen5 (BioTek®, États-Unis). L'expérience a été répétée deux fois pour chaque groupe dans chaque intervalle. Le plus évaluation de la morphologie cellulaire
La morphologie cellulaire a été évaluée par MEB après 2 et 4 heures d'exposition à des solutions d'essai. En bref, 8 × 10 4 cellules /puits ont été ensemencées sur des lames de couverture en verre (1 x 1,5 cm) dans des plaques 6 puits (CELLSTAR®, Carrollton, TX) pendant la nuit. Le lendemain, les cellules ont été exposées à des solutions d'essai. Deux millilitres de chaque solution d'irrigation stérile ont été ajoutés aux lames dans chaque puits. les cellules non traitées témoins ont été maintenues dans un milieu de culture. Immédiatement après les solutions d'essai ont été ajoutés, les cellules ont été examinées sous une LM inversée (10x grossissement). A la fin des périodes d'incubation (2 et 4 heures), les solutions dans chaque puits ont été aspirés. Les lames ont été lavées avec du PBS et ont ensuite été fixées avec 2,5% de glutaraldéhyde dans un tampon de Na 0,1 M cacodylate (pH 7,2) à température ambiante. Ensuite, les échantillons ont été lavés avec 0,1 M tampon cacodylate de sodium (pH 7,2).
Après fixation, les échantillons ont été traités avec 1% de tétroxyde d'osmium pendant 1 heure. Ensuite, ils ont été lavés avec de l'eau distillée et déshydraté à l'aide d'alcool éthylique à gradient, à des concentrations de 50%, 70%, 80%, 90% (5 minutes), 95% (deux fois, 15 minutes chacun), et enfin, 100% alcool absolu (deux fois, 30 minutes chacun). Les échantillons ont été séchés à l'aide d'un sèche-point critique avec du CO 2 (SADRI-PVT-3B). Les lames ont été montées sur des talons de cuivre avec du ruban adhésif double et ont ensuite l'or par pulvérisation cathodique recouverte d'une épaisseur de 5-7 um. Les échantillons ont ensuite été observées et photographiées en utilisant un microscope électronique à balayage LV JSM-6360.
Deux évaluateurs ont évalué les microphotographies. La morphologie cellulaire a été décrite selon les critères suivants: la forme de la cellule (normal ou anormal par rapport au témoin), la fixation à la sous-surface, l'attachement à d'autres cellules, des extensions de surface cytoplasmiques (blebs ou microvillosités), et l'intégrité de la paroi cellulaire. Rondeur des cellules, la présence de bulles ou de détachement des cellules indique une plus grande lésion des cellules [25, 26].
Analyse Live /morts
Deux solutions ont été choisies pour l'analyse en direct /mort. le milieu de A Eagle modifié (MEM) sans rouge de phénol (Gibco®, Gaithersburg, MD) a été utilisé pour cette expérience. En bref, les cellules ont été ensemencées dans trois coulisseaux 8 chambres (Lab-Tek®) à une concentration de 1,5 x 10 4 cellules /puits et ont été ensuite mis en incubation pendant 24 heures pour permettre l'adhérence cellulaire se produise. Le milieu de culture dans chaque puits a été remplacé par 300 ul de chaque solution, puis mis à incuber pendant 2 heures. Enfin, 10 ul d'EB /AO colorant fluorescent a été ajouté à chaque chambre, et la fluorescence des cellules a été analysé sous un microscope à fluorescence inversé (ECLIPSE Ti, Nikon, Tokyo, Japon), avec un grossissement de 10X. Les images ont été capturées avec un logiciel d'imagerie (NIS-Elements, Nikon, Tokyo, Japon). Le colorant fluorescent EB /AO est préparée en mélangeant 15 mg de l'acridine orange avec 50 mg de bromure d'éthidium en poudre qui a été d'abord dissous dans 1 ml d'éthanol à 95% puis on le dilue dans 49 ml d'eau distillée (Dh 2O).
les images ont été évaluées par deux évaluateurs selon des critères décrits précédemment. Sous le filtre vert, un noyau vert intact, ce qui est comparable à la commande, indique une cellule viable, alors qu'un noyau fragmenté vert indique l'apoptose précoce. Un noyau rouge indique une paroi cellulaire rompue, alors qu'un noyau intact rouge indique la nécrose, et un noyau fragmenté rouge indique la fin de l'apoptose sous le filtre rouge [27, 28] de. Données et analyse statistique
Les résultats du MTT et les dosages alamarBlue ont été calculées en pourcentage par rapport au témoin (100% = pas de toxicité). Les données ont été analysées en utilisant la version SPSS Pc + 21,0 logiciel statistique. Les statistiques descriptives (moyenne et écart-type) ont été utilisés pour décrire les variables de résultats continus. t de Student
-test pour des échantillons indépendants a été utilisé pour comparer les valeurs moyennes des deux groupes. Une analyse unidirectionnelle de la variance, suivie d'un test de comparaison multiple de Tukey a été utilisé pour comparer les valeurs moyennes des trois groupes. Une valeur de p & lt; Résultats de = 0,05 a été considérée comme statistiquement significative.
MTT
Le test MTT a été réalisée sur trois groupes (le groupe QMIX ™, groupe NaOCl, et du groupe de contrôle) avec culture hTERT-MSCs dans des plaques à 96 puits . Chaque groupe a été mis en incubation pendant 2, 4 et 24 heures. La viabilité des cellules de chaque groupe est présentée en pourcentage du groupe témoin à chaque point temporel. La viabilité cellulaire en pourcentage de chaque solution est illustrée sur la figure 1. Lorsque les cellules ont été exposées à des solutions à 2, 4 et 24 heures, la viabilité des cellules diminuait avec le temps. La viabilité des cellules exposées NaOCl était significativement inférieure à celle des cellules exposées à QMIX ™ à tous les intervalles de temps (P & lt; 0,05). Figure 1 Le pourcentage de viabilité des cellules et des solutions de NaOCl QMIX à 2, 4 et 24 heures après l'exposition en utilisant un dosage MTT.
AlamarBlue test
Le test AB a été réalisée pour le QMIX groupes à l'aide de culture hTERT-MSCs dans des plaques à 96 puits ™, NaOCl et de contrôle. La viabilité des cellules de chaque groupe est présenté comme le pourcentage du groupe témoin. Le pourcentage de viabilité des cellules de chaque solution est illustrée sur la figure 2. Lorsque les cellules ont été incubées pendant 2 à 4 heures, la viabilité des cellules du groupe de NaOCl était significativement inférieur à celui du groupe QMIX ™ (P & lt; 0,05). Figure 2 La viabilité cellulaire des solutions à la fois NaOCl et QMIX ™ utilisant dosage alamarBlue à 2, 4 et 24 heures d'exposition.
morphologie cellulaire
cellules négatives témoins non traités a montré des formes variables, notamment en losange, triangulaire, de forme ovale et de la broche, comme cela est illustré par microscopie à la lumière LM (figure 3) Les cellules étaient attachées les unes aux autres et au substrat. La paroi cellulaire est apparue lisse et intacte, avec quelques extensions de microvillosités et de surface. Selon l'enquête LM, l'effet toxique des solutions d'essai était évidente immédiatement après leur application sur les cultures de cellules souches mésenchymateuses de moelle osseuse humaine et de la morphologie cellulaire normale a été modifiée différemment dans chaque groupe (figure 3). Une concentration élevée (0,5 mg /ml) de NaOCl a provoqué la vacuolisation du cytoplasme (figure 3B), tandis que QMIX ™ à la même concentration a produit peu de modifications dans la paroi de la cellule et non vacuolisation (figure 3C). Figure 3 moelle osseuse hTERT-des cellules souches mésenchymateuses humaines sous LM inversée après l'addition des agents d'essai (X10). A- cellules non traitées, B - Cellules exposées à (0,5) solution QMIX ™ (la forme de la cellule a été maintenue avec quelques modifications), les cellules exposées à C- (0,5) NaOCl; vacuolisation était évidente dans le cytoplasme.
Selon l'analyse SEM, le nombre de cellules a diminué par rapport au témoin, après une exposition de 2 heures à 0,5 mg /ml de NaOCl. Les cellules restantes étaient plus petits, avec une forme filiforme ou ronde (Figure 4). Les cellules se sont détachées du sous-sol et les pièces jointes de cellule à cellule sont perdues. sécrétions lysosomales sortant de la cellule ont été observés, et le noyau est extrudé à travers la paroi cellulaire rompue. Figure 4 de la moelle osseuse hTERT-MSCs humaines exposées pendant 2 heures à QMIX et NaOCl. A - QMIX ™ (x100), B - QMIX ™ (x1000), C - NaOCl (x100, noter la forme ronde ou filiforme des cellules restantes), D- NaOCl (x1000, la paroi cellulaire rompue et le noyau extrudé ).
Après une exposition pendant deux heures à QMIX ™, le nombre de cellules et la forme des cellules ont été semblables à celles du témoin, à l'exception de la présence d'un contour de cellules mal définies. Cependant, les cellules sont encore attachés à des cellules adjacentes et sur le substrat (figure 4). Dans certaines régions, des restes de processus cellulaires ont été observés. Le principal changement radical dans la morphologie cellulaire était dans la paroi cellulaire, qui avait un aspect analogue à un treillis (figure 4B), ce qui indique la désintégration. Après 4 heures, la modification de la morphologie cellulaire a été plus importante: l'apparition de maille des cellules est devenue plus intense, avec une forme mal définie et un contour fondu, et les pièces jointes brisées de cellule à cellule ont été observées. Toutefois, la fixation sur le substrat est maintenue par certaines cellules (figure 5). Figure 5 moelle osseuse hTERT-MSCs humaines exposées pendant 4 heures à QMIX ™ et NaOCl. A- QMIX ™ (x100), B-QMIX ™ (x1000), C - NaOCl (x100), D- NaOCl (x1000)
analyse Live /morts avec Cultured hTERT de moelle osseuse humaine EB /AO coloration. -MSCs ont été exposés à 0,5 mg /ml de NaOCl et QMIX ™ pendant 2 heures. La tache EB /AO a été appliqué aux cellules, qui ont ensuite été examinées sous un microscope inversé à fluorescence. Les images de chaque groupe affichent des cellules vivantes dans les cellules vertes et mortes en rouge. Les cellules non traitées avaient des noyaux intacts, bien définis, qui sont sous le filtre vert vert, comme représenté sur la figure 6A. Sous le filtre rouge, seule la surface des cellules a montré une fluorescence rouge, et non pas le noyau, ce qui indique une paroi cellulaire intacte (figure 6B). Lorsque les cellules ont été exposées à QMIX ™, le nombre de cellules était similaire à celle du groupe témoin, et les noyaux étaient verts, ce qui était similaire à l'apparition des cellules de contrôle. La seule différence était que certaines de ces cellules avaient chromatine condensée, ce qui était manifeste sous le filtre rouge (figure 6C, D). Lorsque les cellules ont été exposées à NaOCl, pas de structures cellulaires, telles que le noyau ou de la membrane cellulaire, ont été observés; la lyse cellulaire était évidente, et le matériau restant est positif à la fois la fluorescence verte et rouge (figure 6E, F). Figure 6 /analyse morte de moelle osseuse humaine hTERT-MSCs vivre sous un microscope à fluorescence (X10). 6A, 6B - cellules non traitées avec le filtre vert, le noyau apparaît intact, ce qui indique une cellule viable. 6B avec le filtre rouge, le noyau est apparu sombre, et seule la surface extérieure des cellules était rouge, ce qui indique que la paroi cellulaire est intacte. Rapport de 6C, 6D- traité avec QMIX ™ sous un microscope à fluorescence (X10), 6E, 6F- traité avec NaOCl sous un microscope à fluorescence (X10).
Cette in vitro
étude a été menée pour évaluer la cytotoxicité de la solution d'irrigation QMIX ™ de cellules souches mésenchymateuses de moelle osseuse humaine. MSCs ont été suggérés comme un bon modèle pour les tests toxicologiques [29]. Les cellules souches mésenchymateuses qui ont été utilisés dans cette étude ont été immortalisés par l'expression ectopique de la télomérase humaine transcriptase (h-TERT), qui a augmenté la durée de vie des cellules [24] et maintenu leurs propriétés souches comme [30] inverse. Des études antérieures ont rapporté que des cellules immortalisées peuvent être utilisées comme un modèle d'essai pour les matériaux dentaires [31].
Les observations de l'étude ont montré que les deux solutions (QMIX ™ et NaOCl) sont toxiques pour les cellules souches mésenchymateuses de moelle osseuse humaine et provoquent des dommages cellulaires . Ceci est cohérent avec les résultats d'études antérieures qui ont déclaré sur la toxicité NaOCl [23, 32, 33]. Toxicité NaOCl peut être attribuée à son pH élevé (action d'ions hydroxyle), qui interfère avec l'intégrité de la membrane cytoplasmique [34]. De plus, nos résultats sont en accord avec ceux d'une étude in vivo
précédent, qui a constaté que QMIX ™ est toxique et peut induire une réponse inflammatoire [35]. CHX est un agent toxique qui se lie à la membrane plasmique de la cellule et augmente sa perméabilité, permettant la fuite des enzymes lysosomales [36]. EDTA, ce qui est le second composant QMIX ™, est également connu pour être cytotoxique, peut-être en raison de son effet chélatant et la chute du pH accentué qu'il provoque [11].
La viabilité des cellules a diminué de manière significative lorsque les cellules ont été exposées à NaOCl pour toutes les périodes examinées. La viabilité des cellules a diminué de manière significative après avoir été exposée à la solution QMIX ™ pendant 2 ou 4 heures. De plus, après 24 heures, la viabilité des cellules a été significativement diminué par rapport à 2 et 4 heures d'exposition. Ces résultats montrent que l'effet toxique d'un agent augmente progressivement avec le temps. Cette observation est en accord avec ceux d'études antérieures, confirmant que la toxicité dépend du temps [37]. En revanche, les résultats de l'essai MTT a montré une diminution significative de la viabilité cellulaire des cellules qui ont été exposées à NaOCl à toutes les périodes étudiées. Par rapport aux cellules -exposed QMIX ™, NaOCl diminution de la viabilité à 2 et 4 heures.
Des études antérieures ont indiqué que le dosage AB est légèrement plus sensible que le test MTT. Toutefois, les deux tests reposent sur le métabolisme enzymatique, qui peut être inhibée ou induite par l'agent de test, produisant ainsi un résultat faussement positifs ou faussement négatifs. Par conséquent, une interprétation prudente des résultats est toujours recommandé [38]. Nos observations suggèrent que le dosage AB est un meilleur choix pour les tests de viabilité cellulaire, car il est facile à réaliser, plus consistante que le test MTT et recommandé par des études précédentes [38, 39]. Cependant, il est toujours recommandé d'utiliser plus d'un test pour évaluer la cytotoxicité. Par conséquent, des études antérieures qui reposaient uniquement sur le test MTT doivent être réévalués et interprétés avec prudence.
Investigations morphologiques microscopiques sont nécessaires pour confirmer la toxicité cellulaire [40]. En effet, une cellule peut subir des changements toxiques, tels que le détachement, tout en continuant à métaboliser le MTT en formazan, ce qui entraîne une surestimation de la viabilité cellulaire dans le dosage MTT par rapport à l'essai AB [38]. Par conséquent, les caractéristiques morphologiques cellulaires ont été étudiées pour les deux solutions.
Les cellules qui ont été exposés à QMIX ™ présentaient moins de modifications morphologiques. Cette observation est en accord avec Faria et al., Qui ont signalé que des concentrations plus élevées de CHX préserveraient la forme des cellules L929 [41] en raison de son effet de fixation cellulaire [42].
Les images MEB pour le groupe QMIX ™ a montré le rétrécissement cytoplasmique avec des parois cellulaires partiellement fragmentées mais intactes. Ces caractéristiques sont typiques de l'apoptose, comme rapporté précédemment [40]. En outre, la coloration EB /AO a montré lumineux noyaux fragmentés vert, ce qui indique l'apoptose précoce [27]. Les cellules exposées à NaOCl avaient retrait cytoplasmique ou la rupture des membranes, qui sont des caractéristiques typiques de nécrose [43]. La coloration EB /AO du groupe NaOCl affiché en rouge et vert, matériau réfléchissant reste qui peut être le résultat de la lyse cellulaire, et aucune structure cellulaire n'a pu être observée. L'analyse globale de ces résultats suggère que les cellules dans les groupes QMIX ™ sont dans les stades précoces de l'apoptose mais ne sont pas encore mort, contrairement au groupe NaOCl. Les deux NaOCl et QMIX ™ sont cytotoxiques; cependant, il semble que leur mode d'élimination des cellules est différente en raison de leurs compositions différentes. Selon la Galluzzi et al. [44], la mort cellulaire peuvent être classés en quatre types différents en fonction des caractéristiques morphologiques des cellules mourantes: apoptose (Type 1), autophagie (type 2), nécrose (oncosis, Type 3), et la catastrophe mitotique. Chaque mode de mort cellulaire a sa propre fonction; nécrose induit une réponse inflammatoire quand elle est nécessaire, tandis que les cellules apoptotiques in vivo
sont rapidement phagocytés sans induire une réponse inflammatoire, qui est considéré comme un mécanisme destiné à éviter l'activation immunitaire. D'après nos résultats, ce mode de mort cellulaire peut être associée à une exposition à forte concentration de NaOCl.
L'apoptose est une forme active de la mort cellulaire connue sous le nom de mort cellulaire programmée, et il est caractérisé par le rétrécissement de la cellule et la condensation de la chromatine nucléaire suivie d'une fragmentation nucléaire, à l'aspect morphologique normal des organites cytoplasmiques et le maintien d'une membrane plasmique intacte [44]. Selon nos constatations, ce mode de mort cellulaire pourrait être associée à l'exposition QMIX ™. Toutefois, d'autres marqueurs tels que la détection des caspases, clivés des substrats, des régulateurs et des inhibiteurs sont nécessaires pour justifier ce mode de mort cellulaire spéculé avec QMIX ™ [45]. La mort cellulaire par apoptose est connue pour se produire à travers deux voies principales: une voie extrinsèque qui implique les récepteurs de mort, et une voie intrinsèque qui est modulée par les membres de la famille Bcl-2 [46], qui est constitué de composants de la membrane mitochondriale externe [47] . Par conséquent, les mitochondries sont considérés comme des organelles clés dans les voies de la mort cellulaire en plus de son activité métabolique normale [48, 49]. Cependant, ces protéines peuvent également fonctionner dans des voies métaboliques normales. Ainsi, mitochondriales enquêtes d'activité métaboliques, tels que le test MTT, doivent tenir compte de ces chevauchements potentiels entre l'activité des cellules pré-apoptotique et le métabolisme cellulaire normal [40]. Ce chevauchement pourrait expliquer les résultats contradictoires des tests AB et MTT.
In vitro
cytotoxicité enquêtes rapporté que CHX avait une toxicité plus élevée dans les cultures cellulaires que NaOCl [33, 41]. Cependant, in vivo
études en suggèrent que CHX ou QMIX ™ est moins agressif que NaOCl [35, 50]. Cette différence pourrait être attribuée à l'hôte des mécanismes de défense qui opèrent dans l'environnement in vivo
Notre vitro
étude présente les limites suivantes:. Elle a été menée sur des cellules en culture, et les résultats ne représentent que la réponse de ces cellules dans l'isolement, sans prendre en compte le mécanisme de défense de l'hôte pour la désintoxication. En outre, dans un cadre clinique, les solutions sont toujours délivrés à des canaux radiculaires, qui sont entourés par dentinaire, et sont ensuite extrudées à la zone apicale. Des études antérieures ont rapporté que l'effet cytotoxique des irrigants peut être neutralisé par la dentine [33, 51]. Nous avons placé les solutions directement sur les cellules, et rien n'a été fait pour offrir ces solutions par le biais de canaux radiculaires pour imiter le scénario clinique.
Conclusions
Dans les limites de cette étude, on peut conclure que tant le NaOCl et solutions QMIX ™ sont toxiques pour les cellules souches mésenchymateuses de moelle osseuse humaine. La solution QMIX ™, ce qui induit la mort cellulaire lente, semble être plus biocompatible que la solution NaOCl. les fichiers originaux soumis des déclarations
les auteurs de ce fait, sur la base de ces observations, on peut conclure que le QMIX ™ est relativement plus sûr canal radiculaire irrigant par rapport à NaOCl. pour les images
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les auteurs déclarent qu'ils ont aucun conflit d'intérêts.
auteurs des contributions
AK, SMA, AM et MAE a réalisé l'étude, les procédures et l'évaluation en laboratoire des résultats. SA, AK et AMA impliqué dans le développement du concept, la conception de l'étude, la révision du manuscrit et de l'analyse statistique. Tous les auteurs ont lu et approuvé le manuscrit final.
