acrylique
Résumé de l'arrière-plan
Compte tenu de la forte prévalence de la candidose orale et le nombre restreint d'agents antifongiques disponibles pour contrôler l'infection, cette étude a étudié in vitro
antifongique activité de vinaigre d'alcool sur Candida spp. tests de méthodes et de son effet sur les propriétés physiques des résines acryliques. Pour déterminer la concentration minimale inhibitrice (CMI) et Fongicide Concentration minimale (MFC) d'alcool de vinaigre (0,04 g /ml d'acide acétique) et la nystatine ( contrôle) ont été effectuées. L'activité antifongique de vinaigre d'alcool a été évaluée au moyen d'essais de croissance et l'inhibition de Candida albicans
adhésion à la résine acrylique à différents intervalles de temps cinétiques microbiennes. Résultats de la rugosité de surface et la couleur de la résine acrylique ont été analysés à l'aide d'un dispositif de rugosité mètre et analyseur de couleur.
vinaigre d'alcool montré MIC
75% et MFC 62,5% de 2,5 mg /ml, avec parasiticides effet à partir de 120 min, différant de nystatine (p & lt; 0,0001), ce qui montre l'effet fongistatique. vinaigre d'alcool a provoqué une inhibition de C. albicans
adhérence à la résine acrylique (p ≤ 0,001) par rapport à la nystatine et n'a pas changé la rugosité et de la couleur des paramètres du matériau.
Conclusion
vinaigre d'alcool a montré des propriétés antifongiques contre les souches de Candida et de fait aucun changement physique à la résine acrylique.
Mots-clés
Candidose Candida albicans orale
acide acétique prothèses dentaires Contexte
Compte tenu de l'espérance de vie accrue et un meilleur accès de la population à services de soins dentaires, il y a une prévalence plus élevée d'utilisateurs portant des prothèses dentaires en raison de perte importante de dents chez les personnes âgées, que ce soit dans les pays développés ou en développement [1,2].
associés à l'utilisation de prothèses dentaires, la survenue d'infections causée par des espèces fongiques, en particulier Candida
, est commun et surtout signalés chez des personnes ayant une mauvaise santé générale et immunosuppression [3]. Ces infections sont appelées prothèses dentaires stomatite et peuvent être identifiés sur le plan clinique en fonction des différents degrés d'érythème présents sur la muqueuse sous-jacente de la base de prothèses totales ou partielles. Parmi les facteurs étiologiques les plus courants sont les suivants: une mauvaise hygiène buccale; prothèses dentaires mal ajustées; affaiblissement du système immunitaire; utilisation sans discernement des antibiotiques; et la prolifération de Candida spp. [4].
L'un des principaux facteurs qui contribuent à la colonisation de Candida spp. réside dans leur capacité d'adaptation à une variété de croissance "habitat" par la formation des communautés microbiennes attachées à une matrice de polysaccharides extracellulaires, comprenant des protéines salivaires. Candida
peut coloniser rapidement la base de la résine acrylique, en fournissant une plus grande stabilité pour l'infection fongique chez l'hôte [5]. Le plus infections fongiques Comme de la cavité buccale provoquées par Candida spp. sont superficiels, l'utilisation topique de nystatine et miconazole a été recommandé. En cas d'absence de réponse positive à ces agents thérapeutiques, d'autres substances telles que le fluconazole et le kétoconazole peuvent être prescrits pour un usage systémique [6,7]. Cependant, l'utilisation aveugle des résultats des agents antifongiques classiques dans la sélection de souches résistantes, en particulier chez les patients immunodéprimés et ceux souffrant de maladies systémiques graves [8]. Ce fait justifie le développement de nouvelles thérapies pour une utilisation dans la pratique clinique quotidienne [9]. Il convient également de mentionner que spp beaucoup Candida. sont capables de pénétrer dans la résine acrylique utilisé dans la fabrication de prothèses à des profondeurs allant de 1 à 2 um [10], mettant ainsi en évidence le besoin d'un produit qui permet d'enlever le biofilm sans nuire aux propriétés mécaniques de la résine. Il convient de noter que, parmi les propriétés requises des matériaux utilisés dans la fabrication de prothèses, celles liées à la rugosité, la tension superficielle, des interactions électrostatiques et la dureté sont d'une importance clinique, car elles peuvent influer sur l'accumulation d'un biofilm et un changement de couleur. La rugosité de surface provoque l'adhérence et la rétention de C. albicans
, qui revêt une importance particulière pour l'apparition de la stomatite [11].
Dans ce contexte, il est supposé que l'alcool vinaigre peut contrôler et prévenir stomatite prothétique en raison de sa action désinfectante sur la résine acrylique utilisé dans la fabrication de prothèses dentaires. Un potentiel d'hydrogène faible qui conduit à la diffusion de l'acide acétique et son éventuelle interaction avec les enzymes impliquées dans la formation de l'ergostérol, un composant majeur des membranes plasmiques de champignons, peut expliquer l'activité anti-microbienne connue de vinaigre d'alcool, en particulier l'anti-Candida
propriétés. En outre, il a un faible coût et d'accès facile [12,13]. Cette étude visait à évaluer les effets in vitro
dans antifongiques sur vinaigre d'alcool sur Candida spp., Et de vérifier son effet sur les propriétés physiques de la résine acrylique à la rugosité de surface et de changement de couleur.
Méthodes
marque de vinaigre d'alcool Minhoto® lot L281D (Ind. Reunidas Raymundo da Fonte sA, Paulista, PE, Brésil) a été utilisé comme produit de test, contenant de l'acide acétique à 4% (0,04 g /ml) dans sa composition. Le produit a été testé pour la concentration minimale inhibitrice (CMI), la concentration minimale fongicide (MFC), la cinétique de la croissance microbienne, l'inhibition de Candida spp. adhérence à la surface de la résine acrylique et les effets sur la rugosité de surface et les paramètres de couleur. Nystatin (Sigma - Aldrich Brasil, São Paulo, SP, Brésil) a été utilisé comme témoin positif. Pendant les essais, les contrôles de viabilité de la levure ont également été réalisées
Les souches suivantes ont été utilisées:. Candida albicans
ATCC 76485, Candida albicans
LM 21, MI03 de Candida albicans, Candida albicans
LM 615, Candida albicans
LM 13, Candida tropicalis
, ATCC 13803, Candida tropicalis
LM 33 et Candida tropicalis
LM 70. Les colonies ont été mises en suspension dans 5 ml de solution saline stérile, 0,145 mol /L ( 0,85% de NaCl). La suspension résultante a été placée dans un mélangeur à vortex (Phoenix ®) pendant 15 secondes, et la densité cellulaire a été ajustée à l'aide d'un spectrophotomètre à 0,5 échelle McFarland à une longueur d'onde de 530 nm.
Activité antimicrobienne (MIC et MFC)
MIC a été déterminée par la technique de microdilution en utilisant des microplaques de 96 puits [14]. Un total de 100 pi de 2 fois concentré Sabouraud Dextrose Broth (SDB) (Difco Laboratories, Detroit, Mich., USA) a été distribué dans chaque puits, suivi de 100 pi de substance d'essai (vinaigre d'alcool ou la nystatine à des concentrations initiales de 40 000 pg /ml et 100 pg /ml, respectivement). Une aliquote de 100 ul a été recueilli à partir du premier puits, puis distribué dans la suivante, afin de procéder à une dilution en série de 2 fois. Environ 10 ul d'inoculum ont été distribués dans chaque puits. Des essais ont été effectués en triple exemplaire et les plaques ont été incubées à 35 ° C pendant 48 heures. CMI a été considérée comme la concentration minimale capable d'inhiber la croissance visible des souches. Afin de confirmer la présence de micro-organismes viables ou non viables, 10 pi de colorant TTC (2,3,5 triphényl tétrazolium) a été utilisé, ce qui reflète l'activité des déshydrogénases impliqués dans la respiration cellulaire, la coloration des échantillons vivants en rouge [ ,,,0],15]. Après 24 heures d'incubation, la lecture visuelle a été réalisée.
Le MFC a été déterminée après lecture du MIC en recueillant des aliquotes de 10 ul des subcultures correspondant à MIC, MICx2 et MICX4 et en les mélangeant à 100 pi de SDB dans 96 puits microplaques. Après incubation pendant 24 h à 35 ° C, la lecture visuelle a été réalisée, compte tenu de la formation d'amas de cellules au fond des puits [14]. Pour une meilleure clarté des résultats, 10 ul de la TTC ont été ajoutés, et le MFC a été caractérisée comme étant la concentration la plus faible du produit capable d'inhiber la croissance des souches [14] de test.
Cinétique de la croissance microbienne
C. albicans
LM 615 a été choisi pour présenter la meilleure croissance microbienne tout en obtenant MIC et MFC. Pour le dosage, 0,5 ml de la suspension de levure a été inoculée dans 4,5 ml de PSD avec la substance d'essai (vinaigre d'alcool ou la nystatine) à des concentrations ajustées à MIC, et MICx2 MICX4. À des intervalles de temps correspondant à 0 (t0), 30 (t1), 60 (t2), 120 (T3) et 180 minutes (t4), des aliquotes de 10 pi ont été prélevés dans la suspension et cultivées sur Sabouraud Dextrose Agar (SDA) (Difco Laboratories, Detroit, Mich., USA) plaques. Après incubation à 35 ° C pendant 24 heures, le nombre d'unités formant des colonies (UFC) ont été comptées. Les résultats sont présentés sous forme de courbes de mort microbienne.
Préparation des éprouvettes de résine acrylique
Afin de vérifier l'inhibition de l'adhésion fongique à la résine acrylique, ainsi que des variations de rugosité de surface et la couleur, 78 échantillons circulaires ont été faites de résine acrylique auto-polymérisé (Vip flash ®, Vipi Dental Products, Pirassununga, São Paulo, Brésil), le dimensionnement de 12 mm de diamètre et 7 mm d'épaisseur. Les échantillons ont été soumis à la finition avec du tungstène broyeur (1508 Edenta AG, Haupistrasse, Suisse), et le polissage avec carborundum papier de verre de différentes tailles de grains (220, 330, 600 et 1200) et les disques incorporés dans la pâte /eau de pierre ponce distillée feutre, suivi par rinçage et la stérilisation de. l'inhibition de l'adhérence des champignons à la surface de la résine acrylique
Dix-huit échantillons ont été placés dans des tubes à essai contenant 2,5 ml de SDB et 0,5 ml de suspension de levure (C. albicans
LM 615) à 35 ° C pendant 48 heures. Les échantillons ont été répartis au hasard en trois groupes: GI (n = 6) - Contrôle négatif (pas de substance antifongique, assurant C. albicans
adhérence à la résine acrylique), GII (n = 6) - le vinaigre d'alcool et GIII (n = 6) -. nystatine
quantités suffisantes de vinaigre d'alcool ou d'une solution de nystatine ont été ajoutés dans les tubes contenant SDB /suspension de levure dans les groupes GII et GIII, ce qui entraîne des concentrations finales correspondant aux MIC, MICx2 et MICX4. Après la période d'incubation, les échantillons ont été rincés et placés dans des tubes contenant 5 ml de sérum physiologique (NaCl 0,85%), et on a agité pendant 60 s. Ensuite, 10 ul de cette solution ont été cultivées sur des plaques de SDA qui ont été incubées à 35 ° C pendant 48 h pour en outre la lecture et le comptage bactérien, dans le test triple. Des variations de rugosité de surface et les paramètres de couleur de la résine acrylique
Dans les groupes exposés à l'effet de vinaigre d'alcool, les concentrations correspondant à la CMI (n = 6), MIC × 2 (n = 6) et MIC × 4 (n = 6) ont été utilisés. Six spécimens ont été exposés à la nystatine et six autres à aucun agent antifongique. Les spécimens ont été marqués sur la zone médiane, 1 mm à droite et 1 mm vers la gauche, et soumis à un dispositif de rugosité de mètre (SJ -201 Mitutayo - Japon, paramètre de rugosité Ra: 0,8 cut-off
mm) pour effectuer la mesure initiale (t = 0) à trois points. La rugosité de surface (Ra) a été établi que les f-valeurs moyennes des trois points. Les échantillons ont été immergés dans la solution pendant 30, 60, 120 et 180 minutes, on l'a lavé avec de l'eau distillée, séchée sur du papier absorbant et soumis à une analyse rugosimetric.
Dans le but de mesurer les changements de couleur dans la résine acrylique, les 30 échantillons étaient divisés au hasard en trois groupes, comme mentionné précédemment. Dans les groupes correspondant au vinaigre d'alcool et nystatine, les mêmes concentrations ont été utilisées comme auparavant. Les échantillons ont été exposés aux mêmes intervalles de temps (0, 30, 60, 120 et 180 minutes). L'analyse de la couleur a été déterminée au moyen d'un dispositif de couleur de l'analyseur (modèle ACR-1023, Instrutherm Instrumentos de Medição Ltda, São Paulo, Brésil; affichage à cristaux liquides de 59 mm × 34 mm; Géométrie de mesure: 45 ° /0 °; plage spectrale 400-700 nm, capteur de couleur de trois émetteurs de photo de couleur rouge, vert et bleu), en utilisant le système RVB.
analyse statistique
données ont été enregistrées dans une base de données sur GraphPad Prism 2004. l'activité antifongique a été évaluée par deux-analyse de variance (ANOVA), suivie par un post-test de Tukey, avec un niveau de 5% de signification. Pour évaluer les changements causés par l'alcool de vinaigre sur la rugosité de surface et la couleur de la résine acrylique, Kruskal-Wallis et post-test de Dunn ont été utilisés.
Résultats
Les résultats MIC et MFC d'alcool vinaigre contenant 0,04 g /ml d'acide acétique, et de la nystatine (témoin positif) sont présentés dans le tableau 1. Toutes les souches testées se sont avérées sensibles à l'action de vinaigre d'alcool, avec des CMI 75% égale à 2500 pg /ml. C. tropicalis
ATCC 13803 et C. tropicalis
LM 33 étaient encore plus sensibles à l'alcool de vinaigre, montrant MIC de 1250 ug ml. Cependant, ces souches (25%) ont nécessité des concentrations plus élevées du produit d'essai pour établir une activité fongicide, avec une valeur MFC de 10 mg /ml. Les autres souches (62,5%) ont présenté des valeurs MFC égales à 2500 pg /ml, de même que le MIC. Quant à la nystatine, toutes les souches ont été inhibées à une concentration de 3,12 pg /ml, qui a été utilisé comme témoin dans l'autre tests.Table 1 MIC et les résultats MFC de vinaigre d'alcool et nystatine sur les espèces de Candida
vinaigre d'alcool
Nystatin
souches
MIC (pg /mL)
MFC (pg /mL)
MIC (ug /mL)
MFC (pg /mL)
C. albicans
LM 21
2500
2500
3.12
6,25
C. albicans
MI03
2500
2500
3.12
12,5
C. albicans
LM 615
2500
5000
3.12
12,5
C. albicans
LM 13
2500
2500
3.12
3.12
C. albicans
ATCC 76485
2500
2500
3.12
6,25
C. tropicalis
ATCC 13803
1500
10000
3.12
12,5
C. tropicalis
LM 33
1500
10000
3.12
3.12
C. tropicalis
LM 708
2500
2500
3.12
3.12
la figure 1 montre les courbes de mort microbienne en présence de vinaigre d'alcool à des concentrations correspondant à MIC MIC MIC x 2 et x 4 en fonction du temps. On a observé que les concentrations d'abord mentionnées, il y avait une activité fongistatique de 0 à 180 minutes. Cependant, pour MIC × 4, l'activité fongistatique du produit d'essai a été détecté de 0 à 120 minutes, suivie d'effets parasiticides. Le contrôle positif (nystatine) au MIC, MIC × 2 et MIC × 4 ont montré des effets fongistatiques à tous les intervalles de temps. . Figure 1 Microbial courbe de la mort en fonction du temps pour vinaigre d'alcool au MIC, MIC × 2 et MIC × 4 concentrations
différence statistiquement significative n'a été observée entre l'effet de vinaigre d'alcool et nystatine (p & lt; 0,05), et aussi par rapport à le témoin négatif, représenté par l'absence d'un agent antifongique. Cette inférence peut être vérifiée à la figure 2, en particulier dans les temps de 120 à 180 minutes, nettement le début de l'activité fongicide du vinaigre d'alcool. Figure 2 Microbial mort contre
courbe de temps, montrant la relation entre le vinaigre d'alcool (acide acétique) et nystatine, utilisé à MIC × 4, et le contrôle (absence de substance antifongique) (2 - Way ANOVA, p & lt; 0,0001, Turquie , p. & lt; 0,05)
Figure 3 montre les données sur l'efficacité de vinaigre d'alcool dans l'inhibition de l'adhérence de C. albicans
LM 615 à des échantillons de résine acrylique, mettant en évidence l'action de l'acide acétique et nystatine (p & lt; 0,05). Le premier était en mesure de réduire l'adhérence microbienne au MIC et MIC × 2, et empêcher complètement au MIC × 4. Figure 3 Essai d'adhérence et CFU comptant après l'action de vinaigre d'alcool, la nystatine et de contrôle (absence de substance antifongique).
la rugosité de surface (Ra) d'analyse n'a montré aucun changement significatif (supérieur à 0,2 um) pour les échantillons exposés à l'alcool vinaigre (tableau 2) .Tableau 2 rugosité de surface (Ra) en um d'échantillons soumis à l'action de vinaigre d'alcool dans le temps < Temps br> (min)
vinaigre d'alcool
Nystatin
contrôle
MIC
MIC × 2
MIC × 4
0
0.16
0.14
0.11
0.11
0.09
30
0.17
0.13
0.12
0.77
0.11
60
0.16
0.15
0.12
1.1
0.11
120
0.15
0.14
0.16
1.2
0.09
180
0.16
0.13
0.16
1.2
0.1
Aucune différence significative entre les groupes n'a été observée (p & gt; 0,05 - Kruskal Wallis Test).
En ce qui concerne d'éventuels changements dans la couleur, les résultats indiquent que l'alcool de vinaigre n'a pas d'incidence sur la couleur des échantillons exposés à des intervalles de temps entre 0 et 180 minutes à différentes concentrations, comme on le voit dans le tableau 3.Table 3 couleurs (valeurs exprimées dans l'échelle RVB) des échantillons après l'exposition à l'action du temps d'exposition de l'alcool vinaigre
(min)
Nystatin
0
60
120
180
vinaigre d'alcool MIC
2 2 4 1 6 9 (a) 1 4 4
(a)
(a)
(a)
vinaigre d'alcool MIC x 2
(a)
(a)
(a)
(a)
vinaigre d'alcool MIC x4
(a)
(a)
(a)
(a)
Nystatin
(a)
(a)
(a)
(a)
Control
(a)
(a)
(a)
(a)
Rapport de (a) Représente des valeurs identiques.
Les résultats de notre étude indiquent que l'alcool de vinaigre a des effets fongistatiques et fongicides sur les souches testées de Candida
. Des études antérieures ont déjà vérifié l'activité antifongique des vinaigres [16], bien que les valeurs de MIC et de MFC ne sont pas exprimés, selon la technique de microdilution, qui est un faible coût et un procédé rapide qui fournit des résultats reproductibles et nécessite de petites quantités de suspension et la culture microbienne médias [14,17,18].
le mécanisme d'action de l'acide acétique, le composant principal de vinaigre d'alcool, est probablement lié à un potentiel réduit d'hydrogène, ce qui facilite la diffusion de l'acide à travers la membrane plasmique des cellules fongiques [ ,,,0],18]. La littérature a également signalé l'effet inhibiteur de l'acide acétique sur 14α-lanostérol-déméthylase, une enzyme importante impliquée dans la formation de l'ergostérol, ce qui est essentiel pour le maintien de l'intégrité de la membrane plasmique fongique [19,20]. En ce qui concerne
nystatine les valeurs de MIC et de MFC obtenues pour toutes les souches testées étaient conformes à la littérature [21]. Nystatine a été choisi comme témoin car il est un antifongique standard largement utilisé pour le traitement topique des infections fongiques dans la cavité buccale [22]. Son mécanisme d'action est lié à l'inhibition des enzymes impliquées dans la formation de l'ergostérol et, par conséquent, la perméabilité de la membrane cellulaire [23]. Le plus cinétique de la croissance microbienne est une variable importante pour évaluer l'activité fongistatique ou fongicide d'une substance particulière , ainsi que pour déterminer l'influence du temps d'exposition sur le processus de mort cellulaire [24]. La cinétique microbienne de vinaigre d'alcool ont montré une activité fongistatique au MIC et MICx2 pour l'intervalle de temps entre 0 et 120 minutes, et à partir de ce moment-là, il y avait une activité fongicide à MICX4 (10 mg ml). L'activité fongicide est considéré comme tel lorsque le produit est capable de réduire de trois unités logarithmiques à base 10, et quand ces changements sont compatibles avec le comportement fongistatique.
Reconnu comme un processus dynamique utilisé pour évaluer de nouveaux agents antimicrobiens, la mort microbienne par rapport
courbe de temps n'a pas été mentionné dans les études précédentes impliquant vinaigre d'alcool [25], ce qui entrave la normalisation des résultats et la comparaison entre eux. Ces études ont montré temps d'action qui semblent avoir été adoptées au hasard, allant de 10 minutes à huit heures, sans référence méthodologique basée sur la cinétique microbienne [17,26].
Utilisé comme un antifongique standard, nystatine a également été testé pour la mort microbienne contre
courbe de temps. Des études antérieures ont montré une activité fongistatique de nystatine [23,27], corroborant les résultats de la présente étude, bien que l'activité fongicide peut être vu à des concentrations plus élevées.
Lors de la sélection d'un agent désinfectant, il faut évaluer sa compatibilité avec orale des tissus, ainsi que des matériaux qui composent la base de prothèses dentaires [28]. L'adhérence de Candida spp. à la surface de la résine acrylique est habituellement la première étape dans la colonisation des tissus qui entrent en contact avec la prothèse dentaire amovible, et tend à former un biofilm souvent résistants à la thérapie antifongique conventionnelle [29]. Les espèces de C. albicans sont décrits comme ceux qui ont une plus grande capacité à adhérer aux cellules de la muqueuse orale et à la surface de la résine acrylique [30], ce qui explique pourquoi C. albicans
a été l'espèce pour déterminer MIC et MFC sélectionnés . Des études antérieures ont montré qu'une solution d'alcool du vinaigre non dilué est capable d'inhiber l'adhésion des micro-organismes, y compris C. albicans,
de résine acrylique [31], qui a également été observé dans cette étude. Cependant, d'autres études ont montré que le vinaigre d'alcool n'a pas été capable d'inhiber l'adhérence des cellules de C. albicans de résine acrylique [32].
Aucun changement significatif n'a été observé dans la rugosité moyenne de surface du matériau, ce qui confirme précédent conclusions [31,33]. Des changements de la rugosité de surface identifiés après une exposition à différentes concentrations d'alcool de vinaigre ne dépassent pas la valeur seuil de 0,2 um, au-dessus duquel l'influence de la rugosité de surface sur l'adhésion des micro-organismes est attendu, étant donné que les irrégularités de surface servent de créneau microbiologique, protégeant agents infectieux l'action mécanique de brossage des dents [34].
Cette étude n'a montré aucun changement de couleur dans la résine acrylique, après une période de 180 minutes d'exposition au vinaigre d'alcool et nystatine, ce qui confirme les résultats précédents [35]. La couleur d'origine d'une résine peut être modifiée par l'ingestion de grandes quantités de colorants, l'absorption des liquides et de l'immersion dans des solutions désinfectantes qui influent sur la rugosité de surface, endommageant l'esthétique de la matière [36]. Une étude utilisant des vinaigres a montré un changement de couleur dans la résine après un intervalle de 12 à 30 jours d'immersion [31]. Même en tenant compte de l'importance de connaître l'effet d'une exposition prolongée de la résine acrylique, à l'action des désinfectants, des durées plus courtes telles que celles utilisées dans la présente étude doit être utilisé, car ils simulent le temps par lequel des dispositifs prothétiques sont en dehors de la cavité buccale. Des études antérieures ont évalué l'effet de solutions désinfectantes sur les propriétés physiques de la résine acrylique. L'éthanol, à des concentrations variables, peuvent produire des effets sur la rugosité et la couleur [33]. La rugosité de surface de la résine acrylique était supérieure à l'utilisation du perborate de sodium à 3,8% et inférieure à 2% de gluconate de chlorhexidine [31].
Les résultats de ce test ont montré des preuves scientifiques sur l'effet antifongique significative de vinaigre d'alcool contre Candida
espèces, ainsi que l'absence d'influence négative sur la résine acrylique. Ces résultats soutiennent l'utilisation possible du produit, qui devrait passer par d'autres études de laboratoire enquête ses effets sur plusieurs espèces formation de biofilm, microdureté de résine acrylique; les essais cliniques devraient également être pris en considération pour déterminer l'innocuité, la tolérabilité et l'efficacité clinique de cette substance.
Conclusion
vinaigre d'alcool a montré in vitro
activité contre les souches de Candida de impliqués stomatite prothétique, avec une action fongicide après 120 minutes d'exposition à une concentration de 10 mg /ml. Il a également été en mesure d'empêcher l'adhérence de C. albicans
à la résine acrylique et n'a pas provoqué de changements sur la rugosité de surface et la couleur de la résine acrylique après deux heures d'exposition
. Déclarations
Remerciements
Nous remercions le Programme de troisième cycle en médecine dentaire, Université fédérale de Paraíba, pour le soutien financier pour cette recherche.
intérêts concurrents
les auteurs déclarent qu'ils ont aucun conflit d'intérêts. les contributions
auteurs
RDC conçu de l'étude, et a participé à sa conception et la coordination et a contribué à la rédaction du manuscrit. ACLGM a effectué le dosage microbiologique et le test de changement de surface dans la résine acrylique. EOL a participé à la conception de l'étude et la coordination et a aidé à effectué le dosage microbiologique. HDHA participé à la conception de l'étude et a effectué l'analyse statistique. JAO a participé à la préparation des échantillons en résine acrylique et a contribué à la rédaction du manuscrit. ALC effectué le test de changement de couleur dans les échantillons de résine acrylique. Tous les auteurs ont lu et approuvé le manuscrit final.
